Influência da Luz em Ecossistemas
Aquáticos Fechados
Trabalho realizado por Diogo Ribeira (abril de 2026)
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Resumo
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Introdução
Os ecossistemas aquáticos são sistemas complexos, que apresentam grande
biodiversidade, desde microorganismos, como bactérias até organismos de maiores
dimensões, como vertebrados. Os ecossistemas aquáticos desempenham papeis
essenciais nos ciclos biogeoquímicos, e no equilíbrio ecológico.
Na base dos ecossistemas aquáticos estão microrganismos como bactérias,
protozoários e algas. Estes são fundamentais na decomposição, fotossíntese, e nas
cadeias tróficas.
Ao usarmos ecossistemas aquáticos fechados em ambiente controlado,
conseguimos observar as diferentes interações entre os seres vivos, e entre os
seres vivos e o meio.
A radiação luminosa desempenha um papel importante nos ecossistemas, sendo
vital na fotossíntese, processo de obtenção de matéria dos seres autotróficos.
Sendo estes organismos a base do ecossistema, por serem os produtores, se os
seres autotróficos são afetados, todo o ecossistema é afetado também.
Este estudo tem como objetivo entender de que forma a ausência de luz afeta os
ecossistemas aquáticos, através da análise micro e macroscópica e química de
ecossistemas aquáticos fechados, sujeitos a condições de luminosidade
semelhantes à natureza,e à ausência total de luz.
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Objetivos e Hipótese
A luz é essencial na fotossíntese, e os autotróficos que realizam fotossíntese estão
dependentes desta para obterem matéria orgânica. Todos os outros níveis nas
cadeias tróficas estão dependentes da matéria obtida pelos produtores. Por causa
disto, a luz influencia o ecossistema todo.
Esta experiência tem como objetivo perceber como é que os ecossistemas se
comportam quando sujeitos a uma ausência completa de luz.
A nossa hipótese é que a ausência de radiação luminosa num ecossistema fechado
pode fazer com que os produtores sofram uma morte progressiva. Com a extinção
dos produtores, ocorre também uma morte lenta da restante comunidade, sendo os
últimos a perecerem os decompositores. Podemos também esperar alterações do
pH da água, devido à atividade de decompositores (processos de humificação,
produção de amoníaco, dióxido de carbono, e sulfureto de hidrogénio, entre outros
produtos da decomposição).
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Procedimento Experimental
Para esta experiência, usamos:
-Dois frascos de plástico
-Microscópio Ótico Composto
-Pipetas de pasteur
-Lâminas e lamelas
-Funil
-Telemóvel
-Papel de filtro
-Álcool Etílico 70%
-Pinça e Espátula
1. Escrevemos em ambos os recipientes, tanto na tampa como no recipiente em si,
uma letra. Num dos recipientes escrevemos a letra A, no outro a letra B. O
recipiente A foi o nosso controlo, que foi sujeito a radiação luminosa semelhante às
condições naturais. O recipiente B foi aquele que foi sujeito à ausência completa de
luz.
2. Chegámos ao local de recolha (pequeno riacho), e colocámos em ambos os
recipientes água, solo, matéria orgânica, e plantas aquáticas. É importante dizer que
o recipiente não deve estar completamente cheio com água, devendo ser deixado
um espaço vazio que permita a existência de uma “atmosfera” no ecossistema
simulado.
Fig.1 Local de recolha das amostras.
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3. Ambos os recipientes são estabilizados num período de 5 horas antes da recolha
de dados começar.
Fig. 2 Recipientes já com as amostras, no local de recolha, sem ainda terem passado pelo processo
de estabilização.
Fig.3 Recipientes já depois do processo de estabilização.
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4. Passado o período de estabilização, ambos os recipientes são analisados macro
e microscópicamente, quimicamente, e em termos de cor(luminosidade e
proporções em percentagem de vermelho, verde e azul). São tiradas fotos para
efeitos de comparação nas fases seguintes.
5. Os recipientes são analisados de maneira semelhante em intervalos de 4 dias
(dia 4/8/12/16/20/24/28 da experiência).
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Observações e Resultados
No primeiro dia, foram recolhidas as amostras. Antes do período de estabilização,
a água encontrava-se turva, mas depois deste intervalo de tempo, esta ficou muito
mais clara (figura 2 e 3).
O ecossistema simulado é marcado por um substrato de cascalho. Existem neste
algumas plantas aquáticas, com destaque para Ceratophyllum submersum e
Sphagnum cuspidatum, observamos também artrópodes, como escaravelhos
aquáticos (da família Gyrinidae), e o que aparentam ser anelídeos aquáticos.
Fig. 5 Sphagnum cuspidatum
Fig.6 Sphagnum cuspidatum no MOC (ampliação 100x)
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Fig.7 Sphagnum cuspidatum no MOC(ampliação 300x)
Fig.8 Ceratophyllum submersum
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Fig. 9 Ceratophyllum submersum no MOC (ampliação 100x)
Fig. 10 Escaravelho da família Gyrinidae
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Ao realizarmos uma análise de cores, com recurso à app Color Grab, os resultados
foram os seguintes:
No frasco A e no frasco B os valores são semelhantes, sendo a proporção média
de vermelho 45.4967%, a proporção média de verde 42.327%, e a proporção média
de azul 12.1763%.
Em termos de turbidez, ambos os frascos apresentam um valor de luminosidade de
cerca de 77.1%.
A análise é realizada com a seleção de 10 pontos na imagem e a realização da
média entre os valores analisados.
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No 4° dia realizamos a segunda análise.
Fig. 11 Os dois frascos, B(frasco sem luz) e A(Controlo).
O frasco B, ao ser aberto, emanava um cheiro forte. O frasco A não emanava
qualquer tipo de cheiro. Também no frasco B, a maioria dos artrópodes
encontravam-se à superfície.
Depois desta observação, retiramos amostras de Sphagnum cuspidatum dos dois
frascos, e preparamos lâminas.
Os tecidos do controlo encontravam-se perfeitamente funcionais, tendo sido
possível observar a fotossíntese.
Fig. 12 Lâmina com tecido Sphagnum cuspidatum do frasco A.
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Fig. 13 Tecidos de Sphagnum cuspidatum observados no MOC (ampliação 100x)
Fig. 14 Tecidos de Sphagnum cuspidatum e duas bolhas de ar formadas pela fotossíntese realizada por estes
(Ampliação 100x)
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Já nos tecidos recolhidos no frasco B, não foi possível observar fotossíntese, e
vimos algumas manchas escuras nestes tecidos.
Fig. 15 Lâmina com tecido de Sphagnum cuspidatum recolhido no frasco B
Fig. 16 Manchas na amostra de Sphagnum cuspidatum recolhida no frasco B (ampliação 100x)
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Fig. 17 Manchas na amostra de Sphagnum cuspidatum recolhida no frasco B(Ampliação 300x)
Realizamos também uma experiência à parte com as amostras de Sphagnum
cuspidatum. Começamos por primeiro partir as amostras e colocá-las em gobelés
com álcool etílico sanitário (70%).
Fig. 18 Solução de tecido+álcool etílico(70%), no frasco A, à
esquerda, e no frasco B, à direita
Deixamos os álcool atuar durante 1 hora, e depois filtramos as soluções.
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Fig. 19 Soluções do controlo e frasco B, respetivamente, depois de serem filtradas.
Ao compararmos a cor de ambas as soluções filtradas, vemos que, em A, a solução
apresenta um tom verde claro indicando a existência de pigmentos fotossintéticos
intactos, nomeadamente clorofilas, e em B, onde a solução apresenta um tom
castanho amarelado-esverdeado, o que indica a existência de pigmentos
fotossintéticos degradados e de compostos de degradação.
Fizemos análise de cor através da aplicação Color Grab, e os resultados foram os
seguintes:
No recipiente A, a proporção média de vermelho é 45.2486%, a proporção média
de verde é 41.4726%, e a proporção média de azul é 13.2788%. Em termos de
luminosidade, esta é cerca de 70.4%.
No recipiente B, a proporção média de vermelho é 47.0659%, a proporção média
de verde é 39.5039%, e a proporção média de azul é 13.4301%. Em termos de
luminosidade, esta é cerca de 61.7%.
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No oitavo dia, realizamos a terceira análise completa.
Fig. 20 Os frascos A e B, respetivamente, no 8°dia de estudo.
O frasco B emanava um odor mais forte que a última vez, e quase todos os
artrópodes encontram-se à superfície.
Ao observarmos microscopicamente tecidos de Sphagnum cuspidatum reparamos
que no frasco B o tecido parece sem vida, sendo de cor transparente a amarela,
enquanto que o tecido do frasco A, apresenta uma cor verde. Observamos também
nas folhas do frasco A pequenas manchas pretas, que parecem não afetar a planta.
Fig. 21 Lâmina com amostra de tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco A e frasco B (respectivamente)
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Fig. 22 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 100x)
Fig. 23 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 300x)
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Fig. 24 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 600x)
Fig. 25 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do Frasco B (ampliação 100x)
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Fig. 26 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do Frasco B (Ampliação 300x)
Fig. 27 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do Frasco B (Ampliação 600x)
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Realizamos também testes de cor, usando os procedimentos anteriores.
Fig. 28 Soluções de pigmentos, do frasco A e B (respectivamente) antes de serem filtradas
Fig. 29 Soluções pigmentadas de A e B(respetivamente), já depois de serem filtradas
Os resultados da análise foram os seguintes:
Os pigmentos do frasco A apresentam uma proporção média de vermelho de
37.955%, uma proporção média de verde 36.1758% de e uma proporção média de
azul de 25.8691%, em termos de luminosidade média, esta é de 66.7%.
Os pigmentos do frasco B apresentam uma proporção média de vermelho de
40.8318%, uma proporção média de verde de 35.3767% e uma proporção média de
azul de 23.7915%, em termos de luminosidade média, esta é de 45.5%.
No 12° dia, realizamos a quarta análise.
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Fig. 30 Frascos A e B (respectivamente), no dia 12
Retiramos tecidos de Sphagnum cuspidatum de ambos os frascos e analisamos ao
microscópio.
Fig. 31 Lâmina preparada com tecidos de Sphagnum cuspidatum do
Controlo e do Frasco B (respectivamente)
No controlo, os tecidos permanecem funcionais, enquanto que no frasco B os
tecidos estão mortos e é possível observar muitos mais protozoários ciliados.
Na superfície do frasco B também vimos que a maioria dos artrópodes se encontra
mortos.
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Fig. 32 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do Controlo (ampliação 100x)
Fig. 33 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 300x)
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Fig. 34 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B (ampliação 100x)
Fig. 35 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B (ampliação 300x)
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Fig. 36 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B (ampliação 600x)
Fizemos a extração de pigmentos de ambos os tecidos.
Os pigmentos do frasco A apresentam uma proporção média de vermelho de
42.835%, uma proporção média de verde 40.9243% de e uma proporção média de
azul de 16.2406%, em termos de luminosidade média, esta é de 88.1%.
Os pigmentos do frasco B apresentam uma proporção média de vermelho de
41.8373%, uma proporção média de verde de 39.1543% e uma proporção média de
azul de 18.9817%, em termos de luminosidade média, esta é de 56.1%.
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No 16° dia realizamos a quinta análise.
Fig. 37 Controlo e Frasco B
No frasco B, o cheiro emanado é forte e observamos a formação de biofilmes à
superfície.
Fig. 38 Biofilmes na superfície do frasco B
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Observamos também tecidos de Sphagnum cuspidatum de ambos os frascos.
Fig. 39 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 100x)
Fig. 40 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 300x)
Fig. 41 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do controlo (ampliação 600x)
As amostras do frasco B apresentam uma maior atividade de microrganismos.
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Fig. 42 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B (ampliação 100x)
Fig. 43 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B(ampliação 300x)
Fig. 42 Tecidos de Sphagnum cuspidatum do frasco B (ampliação 600x)
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Fizemos a extração de pigmentos de ambos os tecidos.
Os pigmentos do frasco A apresentam uma proporção média de vermelho de
46.1363%, uma proporção média de verde de 39.1251% e uma proporção média
de azul de 14.7446%, em termos de luminosidade média, esta é de 74.7%.
Os pigmentos do frasco B apresentam uma proporção média de vermelho de
47.0717%, uma proporção média de verde de 36.8960% e uma proporção média de
azul de 16.0322%, em termos de luminosidade média, esta é de 58.2%.
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