el cloroplasto
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dirección web del DEPARTAMENTO DE BIOQUIMICA VEGETAL Y BIOLOGIA MOLECULAR http://www.us.es/dbiovege/ Web de la American Association of Plant Biology http://www.aspb.org/ http://www.aspb.org/publications/arabidopsis/ Base de datos de Arabidopsis http://arabidopsis.org/ EL CLOROPLASTO • • • • • Introducción Tipos de plastidios Diferenciación División Elgenoma cloroplastídico – Estructura – genes LA CÉLULA VEGETAL LA PARED CELULAR, LA MEMBRANA PLASMÁTICA Y LOS PLASMODESMOS RETICULO ENDOPLÁSMICO NUCLEO Y NUCLEOLO PEROXISOMA Actividad carboxilasa ribulosa-1,5-bi-P + CO2 2 3-P-glicerato Actividad oxigenasa ribulosa-1,5-bi-P + O2 3-P-glicerato + 2-P-glicolato FOTORRESPIRACIÓN EL CLOROPLASTO • • • • • Introducción Tipos de plastidios Diferenciación División Elgenoma cloroplastídico – Estructura – genes PROPLASTIDIO PROPLASTIDIO amiloplasto cromoplasto EL CLOROPLASTO • • • • • Introducción Tipos de plastidios Diferenciación División Elgenoma cloroplastídico – Expresión génica – Regulación DIFERENCIACIÓN DE PLASTIDIOS etioplasto PR: prolamellar body (75% lípidos) protoclorofilida desarrollo de granas LUZ tilacoides clorofila cloroplasto maduro ORIGEN ENDOSIMBIONTE DEL CLOROPLASTO 1 de cada 16000 gametos algas rojas Glaucocystophytes (Cyanophora) algas verdes plantas Otros grupos de algas: Chlorarachnion (con nucleomorfo) Euglena Guillardia (con nucleomorfo) Emiliania Laminaria EL CLOROPLASTO • • • • • Introducción Tipos de plastidios Diferenciación División Elgenoma cloroplastídico – Expresión génica – Regulación División de plastidios (etioplastos) Figure 1. Dividing and Mature Plastids in Arabidopsis. (A) Dividing proplastid from a cell in the shoot apical meristem. (B) to (D) Division conformations of epidermal cell chloroplasts stained with silver nitrate from young expanding cotyledons. (E) Typical chloroplast in early division, from an expanding leaf mesophyll cell. (F) Confocal topographic view of dumbbell-shaped plastids in the base of petals in the Arabidopsis arc5 mutant. (G) A mature Arabidopsis mesophyll cell showing part of the monolayer of chloroplasts over the internal cell surface with a large hole in the monolayer representing where the cell was previously attached to a neighboring cell. (H) An electron micrograph of arc5 petal chloroplasts showing an electron-dense plastid dividing ring at the narrow isthmus of a chloroplast in division (photograph courtesy of K. Hagley). DRP: dynamn related proteins wt RNAi FtsZ1 RNAi FtsZ2 RNAi MinD RNAi ARC5 FtsZ1 FtsZ2 ARC6 ARC5 Figure 4. Phenotypes of Transgenic Plants Expressing Antisense Constructs of AtFtsZ1-1 or AtFtsZ2-1. Tissue from the first leaves of 23-day-old plants was prepared for visualization of individual mesophyll cells by using Nomarski interference contrast optics, as described by Pyke and Leech 1991 . (A) and (B) Cells from transgenic plants expressing the AtFtsZ1-1 antisense gene. (C) and (D) Cells from transgenic plants expressing the AtFtsZ2-1 antisense gene. (E) and (F) Cells from wild-type Arabidopsis. EL CLOROPLASTO • • • • • Introducción Tipos de plastidios Diferenciación División Elgenoma cloroplastídico – Estructura – genes http://www.ncbi.nlm.nih.gov/PMGifs/Genomes/euk_o.html La replicación del DNA cloroplastídico no está acoplada a la replicación del genoma nuclear EL CLOROPLASTO • Fotosíntesis - Introducción - El aparato fotosintético - State transition El aparato fotosintético PSII PSI Interconexión entre granas y lumen tilacoidal State transition EL CLOROPLASTO • Biotecnología - Transformación - Obtención de mutantes The elimination of marker genes using the CRE-lox site specific recombination system in plastids. In this example, the transplastome contains the marker gene aadA flanked by lox sites (arrowheads). The gene of interest (goi) that was introduced by selection for the marker gene is shown in blue. Introduction of cre (a) by Agrobacterium transformation or (b) by crossing results in expression of the CRE site-specific recombinase from the nuclear cre gene. The CRE is plastid targeted, and will simultaneously excise the marker gene from all the plastid genome copies. In the experiment described in [16], the gene to keep (i.e. the goi) was aadA and the gene to remove was codA, a negative selectable marker. In [30], the gene to be eliminated was aadA and the gene to keep was gfp (encoding GFP). Presence of cre and the linked kanamycin-resistance (neo) gene in the nuclear genome are indicated by c and n, respectively; their absence by a ‘+’. T0 refers to transgenic plants regenerated from tissue culture; T1 and T2 are the first and second generation progeny of T0 produced by self pollination. Table 1 Foreign genes successfully expressed to date from higher plant plastid genomes Gene(s) Gene product and gene source Function aadA Aminoglycoside 3''-adenylyltransferase from E. coli Positive selectable marker (spectinomycin and streptomycin resistance) nptII Neomycin phosphotransferase from Tn 5 Positive selectable marker (kanamycin) resistance uidA Glucuronidase (GUS) from E. coli Reporter of gene expression gfp Green fluorescent protein (GFP) from Aequorea victoria (Vital) reporter of gene expression cry1A Crystal toxin from Bacillus thuringiensis Insecticidal protein (protoxin cry2A Crystal toxin from Bacillus thuringiensis Insecticidal protein (protoxin Crystal toxin, ORF1 and ORF2 (putative chaperonin) proteins from Bacillus thuringiensis Cytosine deaminase from E. coli Insecticidal protein (protoxin) cry2Aa2 operon codA Negative selectable marker (5-fluorocytosine sensitivity) Herbicide tolerance (glyphosate) EPSPS 5-Enol-pyruvyl shikimate-3-phosphate synthase from Petunia hybrida or from eubacterial species bar Phosphinothricin acetyltransferase from Streptomyces hygroscopicus Herbicide resistance (glufosinate) hST Human somatotropin Therapeutic protein (human growth hormone) EL CLOROPLASTO • Expresión genica • Regulación transcripcional • Regulación posttranscripcional • Transformación nucleares plastídicas NEP PEP (nuclear encoded RNA polymerase) RpoZ (plastid encoded RNA polymerase) rpoA, rpoB, rpoC1, rpoC2 Genes no fotosintéticos Genes fotosintéticos rpoB rpoC1 rpoC2 NEP promotor NEP PEP núcleo PEP promotores cloroplasto Genes plastídicos pueden tener múltiples promotores atpB-atpE codifican dos subunidades de la ATP sintasa Elevada regulación transcripcional de los promotores plastídicos: - distintos promotores activos - regulación de la intensidad de un promotor Fuerte regulación transcripcional por factores ambientales (luz) EL CLOROPLASTO • Expresión genica • Regulación transcripcional • Regulación posttranscripcional - splicing - traducción Estructura típica de un mRNA maduro del cloroplasto Procesamiento de los rRNAs plastídicos Trans-splicing E1 E2 cromosoma cloroplasto E3 psaA de Chlamydomonas E1 E3 E2 E1 E2 E3 EL CLOROPLASTO • Expresión genica • Regulación transcripcional • Regulación posttranscripcional - splicing - traducción - El DNA del cloroplasto codifica ~ 50-100 proteínas, además de rRNAs y tRNAs - La mayoría de las proteínas participan en la fotosíntesis o en transcripción y traducción - Muchas de las proteínas codificadas en el cloroplasto funcionan en complejos oligoméricos que contienen subunidades que provienen tanto del genoma nuclear como del cloroplasto, como es el caso de la Rubisco Rubisco Diferencias entre la traducción citosólica y plastídica bacterias citoplasma Inicio de traducción en Euglena gracilis Translocación co-traduccional Polisomas libres: producen proteínas en el estroma, que son dirigidas a sus destinos Polisomas asociados a membrana: producen proteínas que son insertadas directamente en la membrana (proteínas del aparato fotosintético en las membranas tilacoidales) Subunidad grande de la Rubisco Ensamblaje de la Rubisco Regulación del ensamblaje de la Rubisco La luz como regulador principal del desarrollo del cloroplasto Band-shift assay (retardo en gel) La luz como regulador traduccional psbA (D1 protein) cPDI: chloroplast protein disulfide isomerase cPABP: chloroplast polyadenylate-binding protein Regulación de la síntesis de proteínas por la disponibilidad de cofactores Modelo para la inserción co-traduccional de cofactores en la proteína D1 Regulación de la síntesis y ensamblaje del PSII EL CLOROPLASTO • Transporte de proteínas – – – – – – Método de ensayo Peptido de transito Maquinaria Envuelta externa Sistema tilacoidal Ensamble de complejos thight binding: < 50 µM translocation: > 0.1 mM Péptido de tránstito 20-150 aa TOC159, TOC34: GTP-binding protein TOC75: translocation channel TIC55: Rieske-type Fe-S centre AtToc159, -132 y -120 interaccionan con el cloroplasto y con TOC34 wt 5 dias etioplasto 5 dias cloroplasto 4 semanas ppi1 Inserción de proteínas en la membrana tilacoidal SRP (signal recognition particle) TOC75 TIC22 TIC20 Bibliografía - Biochemistry and Molecular Biology of Plants (2000) Eds. Buchanan, Gruissem, Jones. American Society of Plant Physiologists - Zerges W. Does complexity constrain organelle evolution? Trends Plant Sci. 2002 Apr;7(4):175-82. - Bock and Khan. Taming plastids for a green future. Trends Biotechnol. 2004 Jun;22(6):311-8. - Maliga P. Engineering the plastid genome of higher plants. Curr Opin Plant Biol. 2002 Apr;5(2):164-72. - Bruce BD. Chloroplast transit peptides: structure, function and evolution. Trends Cell Biol. 2000 Oct;10(10):440-7. - Soll and Schleiff. Protein import into chloroplasts. Nat Rev Mol Cell Biol. 2004 Mar;5(3):198-208. - Jarvis and Robinson. Mechanisms of protein import and routing in chloroplasts. Curr Biol. 2004 Dec 29;14(24):R1064-77. - May and Soll. Chloroplast precursor protein translocon. FEBS Lett. 1999 Jun 4;452(1-2):52-6. - Zerges W. Translation in chloroplasts. Biochimie. 2000 Jun-Jul;82(6-7):583-601. - Rodermel S. Pathways of plastid-to-nucleus signaling. Trends Plant Sci. 2001 Oct;6(10):471-8. - Maliga P. 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