INVESTIGACIÓN BÁSICA – TECNOLOGÍA
El efecto del ultrasonido
Protocolo de activación de
regantes sobre la eliminación de una
especie dual
Biofilm de canales laterales
artificiales
ABSTRACTO
Introducción: Los canales laterales son particularmente difíciles de limpiar y desinfectar. El
objetivo de este estudio fue comparar la eficacia de eliminación de una biopelícula de doble
especie de un modelo de canal lateral mediante diferentes protocolos de activación de irrigantes
ultrasónicos in vitro. Métodos: Se hicieron modelos de conductos radiculares artificiales con
270 canales laterales simulados de polidimetilsiloxano. Se cultivó in vitro una biopelícula de dos
especies (Streptococcus oralis y Actinomyces naeslundi) en los canales laterales utilizando un
fermentador de película de profundidad constante. Se
administró NaOCl o agua
desmineralizada al dos por ciento mediante una jeringa y una aguja abierta durante
30 segundos y posteriormente se activó mediante una lima ultrasónica durante un tiempo de
activación total de 30, 60 o 90 segundos dividido en 1 o 3 ciclos de activación consecutivos. En
los grupos de control, se
permitió que el irrigante descansara durante 30, 60 o 90 segundos.
El volumen del biofilm en el canal lateral se evaluó antes y después del protocolo de irrigación
final mediante tomografía de coherencia óptica. Los resultados se analizaron mediante análisis
factorial de varianza de 3 vías (a5 0,05). Resultados: El riego con NaOCl
en lugar de agua
desmineralizada resultó en una eliminación más efectiva de la biopelícula del canal lateral (P,
.001). Tres ciclos de activación ultrasónica intermitente fueron significativamente más efectivos
que ninguna activación (P 5 .029). El tiempo total
de contacto con el irrigante no afectó la
eliminación del biofilm (P 5 .403). Conclusiones: El tipo de irrigante y el protocolo de activación
ultrasónica afectaron la eliminación del biofilm de los canales laterales artificiales. Ninguno de
los protocolos comparados fue capaz de erradicar la biopelícula. (J Endod 2022;48:775–780.)
de biofilm intacto puede permanecer
allí después de
la preparación
quimiomecánica 6,7. La infección
persistente por biofilm en los canales
laterales ha sido implicada en el
fracaso del tratamiento del conducto
radicular8.
Se han propuesto numerosos
métodos de agitación y activación de
irrigantes para mejorar la limpieza y
desinfección de las ramificaciones del
canal, siendo la activación ultrasónica
el más popular3. Una amplia variedad
de
protocolos
de
activación
ultrasónica están actualmente en uso
sin ningún consenso sobre el más
efectivo9. La activación repetida
de
NaOCl durante períodos cortos
conduce a una eliminación más
efectiva de los restos de dentina de los
surcos artificiales in vitro que un solo
período de activación largo10-12. Sin
probable que la
eliminación de restos de
dentina por NaOCl activado
embargo, es
sea un proceso predominantemente
mecánico, por lo que no se tuvo en
cuenta el consumo del cloro libre
disponible, que puede afectar la
eliminación
de
biopelículas13.
Además, una biopelícula viscoelástica
firmemente unida
a la dentina 14
puede reaccionar de manera
diferente a la presión oscilante y al
esfuerzo cortante durante la
activación15 en comparación con los
restos de dentina más rígidos pero
menos firmemente adheridos. Por lo
tanto, los protocolos de activación
que promueven la eliminación de
restos de dentina pueden no ser tan
efectivos contra la biopelícula.
Se ha producido un biofilm denso de
PALABRAS CLAVE
dos especies (Streptococcus oralis
Biofilm; canal lateral; tomografía de coherencia óptica; Activación ultrasónica del irrigante
Actinomyces naeslundii) cultivado en
y
istmos artificiales transparentes y
canales laterales utilizando un
La eliminación de bacterias de un sistema de conductos radiculares infectado es uno de los principales
objetivos del tratamiento del conducto radicular1. La irrigación con soluciones antimicrobianas se considera
actualmente el principal medio de desinfección del conducto radicular2. Los irrigantes son administrados
fermentador de película de
profundidad constante (CDFF).
Anastasios Retsas, DDS, MSc,*
con mayor frecuencia por una jeringa y una aguja3, pero esta técnica es incapaz de crear un flujo adecuado
dentro de áreas estrechas como canales laterales e istmos
JOE Volumen 48, Número 9, junio 2022
775
4,5.
Como resultado, una cantidad considerable
Efecto antibiofilm de los protocolos de activación ultrasónica
Rene J. B. Dijkstra, Ing,† Luc van der Sluis, DDS, PhD,† y Christos Boutsioukis, DDS,
MSc, PhD*
Del *Departamento de Endodoncia,
Centro Académico de Odontología
Ámsterdam (ACTA), Universidad de
Ámsterdam y Vrije Universiteit
Ámsterdam, Ámsterdam, Países Bajos; y
†Centro
de Odontología e Higiene Oral,
Centro Médico Universitario de Groningen,
Universidad de
Groningen, Groningen, Países Bajos
IMPORTANCIA
Los canales laterales son particularmente difíciles de desinfectar. El riego con NaOCl y tres
ciclos de activación ultrasónica pueden mejorar la eliminación de biopelículas de los canales
laterales.
Dirija las solicitudes de reimpresiones al
Dr.
Christos Boutsioukis, Departamento de
Endodoncología, Centro Académico de
Odontología de Ámsterdam (ACTA),
Universidad de
Amsterdam and Vrije Universiteit
Amsterdam, Gustav Mahlerlaan 3004,
1081 LA, Amsterdam, Países Bajos.
Dirección de correo electrónico:
c.boutsioukis@acta.nl 0099-2399
Copyright © 2022 Los autores. Publicado
por Elsevier Inc. en nombre de la Asociación
Americana de Endodoncistas. Este es un
artículo de acceso abierto bajo la licencia
CC
BY
(http://creativecommons.org/
licenses/by/4.0/).
https://doi.org/10.1016/
j.joen.2022.03.005
anteriormente utilizado para evaluar el
rendimiento de diversos irrigantes y métodos de
riego in vitro16-18. Esta biopelícula tiene
propiedades viscoelásticas realistas19 y se
asemeja naturalmente a la biopelícula de
conducto radicular naturalmente rica en células
formada bajo limitaciones de espacio 14,20–22.
Además, ni el riego con jeringa ni la activación
ultrasónica son capaces de eliminar este biofilm
de los canales laterales artificiales16-18, por lo que
podría servir como un desafío adecuado al
comparar
Diferentes protocolos de activación ultrasónica.
La evaluación tridimensional in situ del
volumen del biofilm antes y después del riego
mediante tomografía de coherencia óptica
(OCT) podría explicar la inevitable variabilidad
de su volumen, incluso cuando se cultiva in
vitro en condiciones estrictamente
controladas14,21–23.
Por lo tanto, el objetivo de este estudio
fue comparar la eficacia de eliminación de una
biopelícula de especie dual
776
Retsas et al.
de
un modelo de
canal lateral artificial por NaOCl o agua
desmineralizada.
activado por ultrasonidos según diferentes
protocolos.
MATERIALES Y MÉTODOS
Estimación del tamaño de la muestra
Se realizó una estimación del tamaño de la
muestra a priori utilizando G*Power 3.1.924,
asumiendo un análisis factorial de varianza de
tres vías.
(f 5 0,25; a5 0,05; potencia 5 90%). El tamaño
mínimo de muestra calculado de 14 muestras
de biofilm por grupo se aumentó a 15 para
compensar cualquier incertidumbre en estos
supuestos.
Sistemas de conductos radiculares
artificiales
Cincuenta y cuatro endodoncias artificiales
transparentes (tamaño apical 35/.06 cono
cónico, 18 mm de largo, sistema apicalmente
cerrado) con huecos cilíndricos adecuados
fueron fabricados a partir de
polidimetilsiloxano (PDMS; Sylgard 184; DowCorning, Midland, MI, USA) como se describió
anteriormente18. Se utilizaron moldes
cilíndricos con pasadores metálicos delgados
para crear 270 insertos PDMS con canales
laterales cerrados simulados.
(d 5 0,25 mm, l 5 1,5 mm,
volumen 5 0,075 mm3) que se ajustaba al hueco
cilíndrico de los modelos de conducto radicular
(Fig. 1). El PDMS desgasificado se vertió en los
moldes y se dejó curar durante 24 horas a
temperatura ambiente para evitar el
atrapamiento de burbujas. Cuando se
ensamblaron los modelos, la entrada del canal
lateral se ubicó a 2 mm del punto final apical
del conducto radicular principal.
Formación de biopelículas
Se cultivó una biopelícula de dos especies
densas ricas en células en estado estacionario en
los canales laterales artificiales utilizando un
CDFF, de manera similar a estudios
anteriores16,18. Una sola colonia de cualquiera de
los S. oralis J22 o A. naeslundi T14V-J1 se utilizó
para inocular 10 ml de caldo de infusión cerebral
JOE Volumen 48, Número 9, junio 2022
y cardíaca modificado (BHI;
Oxoid Ltd,
Basingstoke, Reino Unido), que se cultivó a 37C
durante 24 horas en aire ambiente (S. orales) o
en condiciones anaeróbicas (A. naeslundii).
Estos precultivos se utilizaron para inocular 200
mL de BHI modificado, que se incubó a 37C
durante 16 horas. Las bacterias fueron
recolectadas por centrifugación (6500 ! g) y
lavado dos veces en tampón de adhesión estéril
(0,147 g/L CaCl 2, 0,174 g/L K2HPO4,
0,136 g/L KH2PO4, 3,728 g/L KCl, pH 6,8). La
suspensión se sonicó intermitentemente en
agua helada (3 ! 10 s) para romper las cadenas
bacterianas. Las bacterias se contaron en un
Cámara Burker-T€urk (Marienfeld-Superior,€
Lauda-Konigshofen, Alemania) y diluida en
tampón de adhesión estéril diluido.
La saliva entera humana estimulada fue
recolectada de voluntarios de acuerdo con las
directrices del Comité de Ética Institucional
(carta de aprobación 06-02-2009). La saliva
recolectada se agrupó, se centrifugó para
eliminar las partículas de alimentos y las células,
se estabilizó agregando un bloqueador de
proteasa y se liofilizó para su almacenamiento.
Inmediatamente antes de su uso, la saliva
liofilizada se disolvió en tampón de adhesión
(1,5 g / L), se agitó durante 2 horas y se
centrifugó (10,000 ! g a 10C) durante 5 minutos
para crear saliva entera humana reconstituida
(RWS). RWS se pipeteó en cada inserto PDMS y
se dejó intacto durante 14 horas a temperatura
ambiente.
El CDFF junto con los insertos y los medios
de cultivo se esterilizó en autoclave durante 30
minutos a 121 C. Posteriormente, los insertos
PDMS recubiertos con RWS se cargaron en la
plataforma giratoria del CDFF, y la inoculación
gota a gota con 100 ml de la suspensión
bacteriana de doble especie (S. oralis 6 ! 108
bacterias/ml y A.
Naeslundii 2 !
108
bacterias/mL) durante 1 hora mientras el plato
giratorio giraba lentamente. A continuación, se
detuvo la rotación y se permitió que las bacterias
JOE Volumen 48, Número 9, junio 2022
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se adhirieran a los insertos durante 30 minutos.
Luego se reanudó la rotación y se suministró
continuamente BHI modificado (45 ml / h) para
permitir que las biopelículas se desarrollaran
durante las próximas 96 horas a 37C. Las
cuchillas raspadoras fijas del CDFF aplicaron la
presión necesaria para la compresión mecánica
del biofilm y también distribuyeron nutrientes
sobre los insertos.
Los insertos llenos de biopelícula se
almacenaron dentro de un frasco que contenía
tampón de adhesión hasta su uso para prevenir
la deshidratación y solo se colocaron en el hueco
cilíndrico del conducto radicular artificial
inmediatamente antes de los experimentos. Se
garantizó un ajuste hermético.
Tomografía de coherencia óptica
La biopelícula fue escaneada en tres
dimensiones por un escáner OCT de dominio
espectral (Ganímedes II; Thorlabs, Newton, NJ,
USA) con un haz de luz blanca de longitud de
onda central de 930 nm usando un 5 ! 5 !
Campo de visión de 1,34 mm (1000 ! 1000 !
500 píxeles) y un índice de refracción de 1,33
para el biofilm. La frecuencia de imagen fue de
30 kHz con una sensibilidad de 101 dB. Los
escaneos se procesaron inicialmente con
el
software ThorImage OCT 5.5 (Thorlabs) y
luego se exportaron a Fiji 1.50g25 como
imágenes de 8 bits para calcular el
volumen del canal lateral ocupado por la
biopelícula después de la segmentación
automática independiente del observador. No
se hizo ningún intento de distinguir entre la
bacteria y la sustancia polimérica extracelular.
Experimentos de activación de irrigantes
Los experimentos siguieron a un 2 ! 3 ! 3
Diseño factorial. Los insertos PDMS fueron
asignados aleatoriamente
(www.randomizer.org) a 18 grupos (n 5 15)
que fueron irrigados con NaOCl o agua
desmineralizada por el mismo operador. La
activación ultrasónica tuvo lugar durante un
tiempo total de 30, 60 o 90 segundos divididos
en 1 o 3 ciclos. Tres grupos de control
adicionales por irrigante no recibieron
activación (0 ciclos), pero al irrigante se le
permitió descansar durante 30, 60 o 90
segundos (Tabla 1).
Se preparó una solución de NaOCl al 2%
a partir de una solución madre al 12%-15%
(Sigma-Aldrich, St. Louis, MI, EUA). La
concentración se verificó mediante titulación
yodométrica. Se utilizó agua desmineralizada
estéril como control para estudiar el efecto de
limpieza mecánica pura de la activación
ultrasónica. El irrigante se administró en cada
muestra utilizando una jeringa de 12 ml (Terumo
Europe, Lovaina, Bélgica) y una aguja abierta de
30G ( Navitip; Ultradent Products Inc, South
Jordan, UT, EUA) insertado a 2 mm del punto
final apical del conducto radicular a un caudal de
0,2 ml/s. El caudal se controlaba manualmente
mediante un temporizador. Dependiendo del
grupo, la entrega tuvo lugar durante 1!30
segundos (antes del período de descanso en los
grupos de control o antes del ciclo de activación
único) o 3!10 segundos (antes de cada uno de los
3 ciclos de activación). El volumen total
de
irrigante suministrado fue de 6 mL en todos los
grupos.
La activación ultrasónica se realizó
utilizando un cono de tamaño 20/.00 y un
archivo Irrisafe
Satelec,
de 21 mm (Acteon
Merignac, Francia) conectado a un
dispositivo de ultrasonido (P5 Newtron XS,
Acteon Satelec). El ajuste de potencia fue de
9/20 (45%)26, la lima se colocó a 2 mm del punto
final apical del conducto radicular y la pieza de
mano se estabilizó utilizando un soporte
personalizado para garantizar una dirección de
oscilación estándar hacia el canal lateral. En los
grupos de control, el archivo ultrasónico se
insertó en el
Efecto antibiofilm de los protocolos de activación ultrasónica
FIGURA 1 – Dibujo esquemático del modelo de conducto radicular y el inserto PDMS con el canal lateral artificial.
PDMS: polidimetilsiloxano.
endodoncia, pero no se produjo ninguna
activación (período de descanso). Se utilizó una
nueva lima y un nuevo modelo de conducto
radicular cada 5 muestras de conducto lateral.
La biopelícula que quedaba en los canales
laterales después del riego fue escaneada
nuevamente por OCT.
para calcular el porcentaje de biofilm eliminado
de cada canal lateral. El efecto del tipo de
irrigante, el número de ciclos de activación y el
tiempo total de contacto con el irrigante se
analizaron mediante análisis factorial de
varianza de 3 vías. La normalidad se evaluó en
las gráficas Q-Q, y la igualdad de las varianzas de
error se evaluó mediante la
prueba
778
Retsas et al.
1 ! 30
1 ! 30
—
30
60
3 ! 10
3 ! 10
—
30
60
1 ! 30
1 ! 60
—
60
90
3 ! 10
3 ! 20
—
60
90
1 ! 90
—
3 ! 10
3 ! 30
—
1 ! 30
—
30
1 ! 30
—
60
1 ! 30
—
90
de
Levene. La hipótesis nula era que el tipo de
Análisis estadístico
La diferencia en el volumen de biofilm antes y irrigante, el número de
después del riego se dividió con el volumen inicial
TABLA 1 - Descripción general de los protocolos de administración de jeringas y activación
ultrasónica utilizados en los grupos experimental y control
Entrega de Activación
Tiempo(s) Tiempo(s)
Tiempo total
jeringas
ultrasónica (s) de
total(es) de
de contacto con
Grupo
descanso
activación
el irrigante
Experimental
Control
1 ! 30
Todos los experimentos se realizaron por duplicado
utilizando NaOCl o agua desmineralizada como irrigante.
Los ciclos de activación y el tiempo total de
contacto con el irrigante no tienen un efecto
significativo en el porcentaje de biopelícula que
se eliminó. La prueba post hoc de diferencia
honestamente significativa de Tukey se empleó
para las comparaciones por pares. El nivel alfa se
estableció en 0,05. La corrección de Bonferroni
para comparaciones múltiples se aplicó a este
nivel, cuando correspondió. El análisis
estadístico se realizó utilizando SPSS 27 (IBM
Corp, Armonk, NY).
JOE Volumen 48, Número 9, junio 2022
RESULTADOS
El volumen medio inicial del biofilm fue de 0,042mm3 (desviación estándar 5 0,009 mm3), por lo que
aproximadamente el 57% del canal lateral estaba ocupado en promedio. El riego resultó en una
disminución media del 10,34% (desviación estándar 5 8,74%) en el volumen de biofilm, pero no se
logró la eliminación total en ninguno de los especímenes (Fig. 2). Ninguna de las interacciones entre
las variables independientes fue significativa (P .
.4), por lo que se interpretaron los principales
efectos. NaOCl redujo significativamente la
cantidad de biofilm en comparación con el
desmineralizado
FIGURA 2 – Biofilm retirado de los canales laterales artificiales tras la activación ultrasónica de NaOCl o agua desmineralizada. La eliminación se expresa
como el porcentaje promedio del volumen inicial de biopelícula. Los resultados se organizan de acuerdo con el tiempo total de activación/descanso y el
número de ciclos de activación. Las barras de error indican la desviación estándar.
agua (P , 0,001; intervalo de confianza del 95 %:
4,30–8,20 %). El número de ciclos de activación
también tuvo un efecto significativo en el
porcentaje de biofilm que se eliminó (P 5 .026).
Las comparaciones post hoc indicaron que tres
ciclos de activación fueron más efectivos que
ninguna activación (P 5 0,029; intervalo de
No se
encontraron
diferencias
significativas
entre
ninguna
activación y un ciclo de activación
(P 5 .097) o entre tres ciclos de activación y un
confianza del 95 %: 0,26–6,03 %).
ciclo de activación (P 5 .874). El efecto del
tiempo total de contacto con el irrigante no fue
significativo (P 5.403).
puedan llegar a estas áreas son indispensables5.
El objetivo de este estudio fue determinar el
protocolo óptimo de activación ultrasónica para
la eliminación de biofilm de un canal lateral in
vitro, un tema que no había sido abordado en la
literatura. Los hallazgos reafirmaron la
importancia de NaOCl y múltiples ciclos de
activación para este proceso.
Una gran parte de la eliminación de
biopelícula observada se atribuyó al efecto
químico disruptivo de NaOCl27, que parecía ser
más importante que el efecto de limpieza
mecánica pura de activación ultrasónica que se
demostró en los grupos regados con agua
desmineralizada. Sin embargo, es probable que
la activación ultrasónica también fuera capaz de
mejorar el efecto químico de NaOCl28,29. La
agitación del NaOCl
DISCUSIÓN
Los canales laterales en el tercio medio y apical
de la raíz son particularmente difíciles de limpiar
el tratamiento no
6–8,20
quirúrgico , por lo
que los
métodos de activación irrigante que
y desinfectar durante
JOE Volumen 48, Número 9, junio 2022
779
en el canal
principal
podría haber mantenido un gradiente de
concentración favorable que impulsa la difusión
de moléculas e iones en el canal lateral4, donde
podrían reaccionar con la biopelícula.
Estudios previos han demostrado que la
activación ultrasónica del irrigante puede
mejorar la eliminación de restos de tejido
pulpar, restos de dentina o biopelícula de
canales laterales u otros cationes artificialesin
el presente estudio se
encontró
una
diferencia
significativa en la eliminación de
vitro17,30–32. En
biopelículas de un canal lateral al comparar 3
ciclos de activación con ninguna activación,
mientras que no se encontró ninguna diferencia
entre un solo ciclo de activación y ninguna
activación, cuando el tiempo total de contacto
con el irrigante se mantuvo constante. Estos
hallazgos estuvieron de acuerdo con informes
anteriores sobre la eliminación de restos de
dentina10-12. La principal ventaja de la activación
intermitente por períodos cortos sobre la
activación continua por un período más largo ha
sido atribuida a la intensa transmisión producida
durante la fase de arranque (primeros 50 ms) de
la activación12.
El tiempo total de contacto con el
irrigante no afectó la eliminación de biopelículas
en este modelo. Dado que el tiempo de contacto
juega un papel crítico tanto
en la difusión 4
como en las reacciones químicas que tienen
lugar29, este hallazgo parece contradecir la
importancia del efecto químico del NaOCl. Se
Efecto antibiofilm de los protocolos de activación ultrasónica
podría plantear la hipótesis de que los tiempos
de contacto examinados en el presente estudio
(60-120 s) no fueron lo suficientemente largos
como para tener un efecto notable sobre la
difusión o las reacciones químicas, dada la
superficie de contacto limitada entre
el
irrigante y la biopelícula en el canal lateral. Un
estudio previo indicó que la interrupción
química de la biopelícula in vitro por difusión
de NaOCl a través de una pequeña superficie de
contacto se hizo notable solo después de un
tiempo prolongado (300 s)21. Los tiempos de
contacto más largos deben probarse en estudios
futuros, pero debe tenerse en cuenta que la
activación prolongada también puede conducir
a la eliminación inadvertida de más dentina33.
En condiciones ideales, el flujo irrigante
puede penetrar en el canal lateral hasta una
distancia del doble de su diámetro antes de que
la difusión se convierta en el proceso de
transporte
dominante4.
Esta
distancia
corresponde a un tercio de la longitud del canal
lateral utilizado en el presente estudio, pero la
biopelícula no se eliminó consistentemente de
esta área. Es probable que el biofilm creara un
obstáculo físico adicional para el flujo que no fue
tenido en cuenta en los cálculos anteriores4.
Además, aunque el
irrigante
patrón de flujo
dentro de los canales laterales
la
eliminación de biopelícula in vitro
vacíos parece correlacionarse bien con
18,
la mera penetración del irrigante puede no
ser suficiente para lograr la eliminación total de
la biopelícula.
El modelo in vitro actual tiene algunas
limitaciones que deben tenerse en cuenta. Los
conductos radiculares artificiales fueron hechos
de PDMS para asegurar la precisión
dimensional18 y permitir mediciones de alta
resolución del volumen de biofilm por OCT. A
pesar de que la biopelícula puede adherirse a
PDMS y resistir la eliminación por un
variedad de métodos de irrigación 16–18,34–36, no
está claro si la adhesión al PDMS es similar a la
adhesión de la biopelícula real del conducto
radicular en dentina in vivo. Debido a
dificultades técnicas, la longitud y el diámetro de
los canales laterales simulados estaban dentro
de los rangos de los canales laterales reales,
sustancia polimérica. La microscopía de barrido
láser confocal combinada con la tinción
fluorescente del biofilm podría haber
proporcionado tal información sobre el biofilm
restante después del riego23, pero no habría
podido determinar la condición inicial del
biofilm en cada espécimen antes del riego.
Estudios previos han validado el uso de OCT
para la evaluación de una biopelícula rica en
células de dos especies similares en
comparación con la microscopía de barrido
láser confocal 14,21,22. La eliminación de
biopelículas en lugar de la muerte bacteriana
también se ha sugerido como el resultado
preferible en el tratamiento del conducto
radicular porque varios componentes
bacterianos aún pueden inducir inflamación
periapical incluso después de que las bacterias
mueren23.
pero cerca de sus límites superiores37,38. Las
condiciones pueden ser ligeramente diferentes
en canales más pequeños. También debe
enfatizarse que el efecto químico del NaOCl
puede haber sido sobreestimado debido a la
ausencia de dentina y restos de dentina
acumulados que podrían haber consumido
parcialmente el cloro disponible13 o impedido el
acceso de los irrigantes al biofilm39. El ácido
etilendiaminotetraacético no se utilizó en los
experimentos para reducir el número de
factores de confusión, a pesar de que puede
desestabilizar la matriz de biopelícula14, por lo
que podría haber facilitado la eliminación de
biopelículas durante el riego posterior con
NaOCl.
La OCT es un método no invasivo para
cuantificar la eliminación de biopelículas en tres
dimensiones que permite mediciones repetidas
en las mismas muestras antes y después del
riego para tener en cuenta la variación inevitable
en el volumen inicial de biopelícula. Sin
embargo, no puede distinguir entre bacterias
vivas y muertas o entre bacterias y
extracelulares.
CONCLUSIONES
El riego con NaOCl
en
lugar de agua
desmineralizada y 3 ciclos de activación
ultrasónica intermitente en lugar de ninguna
activación dieron como resultado una
eliminación significativamente mayor de
biopelícula del canal lateral simulado. El tiempo
total de contacto con el irrigante no afectó la
eliminación del biofilm. Ninguno de los
protocolos probados fue capaz de erradicar la
biopelícula.
RECONOCIMIENTOS
Los autores niegan cualquier conflicto de
intereses relacionado con este estudio.
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Esta revisión debería citarse como: Gulabivala K, Patel B, Evans G, Ng Y-L. Efectos de los
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