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Platelet count reference method AJCP 2001.en.es (1)

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Coagulación y Medicina de Transfusión / PAG latelet do ontaje
Un estudio entre laboratorios de un método de referencia Candidato para el
recuento de plaquetas
Paul Harrison, PhD, 1 Kenneth A. Ault, MD, 2 Sabrinah Chapman, PhD, 3 Lori Charie, 4
Bruce Davis, MD, 2 Keiji Fujimoto, Meng, 5 Berend Houwen, MD, PhD, 6 Jolanta Kunicka, PhD, 3
Francis Lacombe, PhD, 7 Sam Machin, MD, 1 Robert Raynor, PhD, 4 Luc Van Hove, MD, PhD, 8
y Onno W. van Assendelft, MD, PhD, 9 de la Sociedad Internacional de Hematología Laboratorio Grupo de Trabajo para la cuenta de
referencia de plaquetas
Palabras clave: Las plaquetas; Contando; Referencia; relación de RBC / plaquetas
Resumen
Un grupo de trabajo entre laboratorios multinacional exploró las variables
El método de referencia actual para el recuento de plaquetas es un contraste
de fase recuento cámara del microscopio manual. 1,2
importantes de recuento de referencias de plaquetas y se desarrolló un método
Sin embargo, este método presenta una serie de limitaciones importantes con alta
de referencia de citometría de flujo candidato basándose en la relación /
imprecisión entre operadores en el orden de 10% a 25%. 3,4 Aunque el método se ha
plaquetas RBC. Una comparación multicéntrico se realizó para determinar si el
utilizado durante muchos años, no sólo es laborioso para la calibración de analizadores de
método se reunió los criterios necesarios y era lo suficientemente precisa para
hematología, pero también es inadecuado para la evaluación de los recuentos bajos de
ser recomendado como un nuevo método de referencia. Cada laboratorio analizó
plaquetas y ultra bajas debido a su imprecisión. contadores de impedancia Singlechannel
diluciones en serie de las muestras normales, el material estabilizado, y al menos
con o sin flujo de centrado no son adecuados, ya sea debido a los efectos de coincidencia
60 muestras de pacientes con una amplia gama de recuentos de plaquetas 1-400
inherentes entre los glóbulos rojos y plaquetas. contadores de impedancia también son
propensos a la interferencia de la materia particulada nonplatelet y no pueden resolver
adecuadamente eritrocitos pequeños o fragmentos de RBC a partir de plaquetas normales
·
10 3 / l (1-400 · 10 9 / L). El análisis agrupado de los diluciones en serie mostró que
y los glóbulos rojos de tamaño normal de plaquetas grandes. 5-8 Esto es particularmente
los eventos de coincidencia RBC-plaquetas y RBC-RBC se convirtieron
relevante debido a la reciente tendencia en la toma de decisiones clínicas para bajar los
insignificante en suficientemente altas diluciones (es decir,> 1: 1000). Todos los
niveles de recuento de plaquetas para las transfusiones de plaquetas a menos de 20 · 10 3 / l
laboratorios demostraron excelente intra-ensayo y la precisión entre laboratorios
(20 ·
aceptable. Dos anticuerpos (CD61 ​y CD41) se utilizaron para la identificación de
las plaquetas e individualmente dieron resultados aceptables, pero en una
minoría de las muestras, se observaron diferencias de tinción. por lo tanto, el
10 9 / L). 9 Por lo tanto, para calibrar y determinar qué instrumentos pueden realizar los
método óptimo utiliza un procedimiento de doble etiquetado con un factor de
recuentos de plaquetas confiables, existe una demanda de un método de recuento de
dilución final de 1: 1000. El estudio demostró que este método cumple los
referencia fiable que es precisa para toda la gama de los recuentos de plaquetas que se
criterios para un recuento de plaquetas de referencia.
encuentran clínicamente. Esto no sólo debería resultar en una mejor calibración de los
analizadores hematológicos, sino también en última instancia, puede aumentar la
precisión del recuento de plaquetas en niveles muy bajos, lo que facilita un nuevo examen
y, tal vez, la redefinición de los umbrales de transfusión de plaquetas existentes. 10-15
Un procedimiento de recuento de plaquetas de citometría de flujo se ha
defendido como un método de referencia potencial y ha sido objeto de revisión
por el Consejo Internacional para la Estandarización en Hematología (ICSH)
Panel de Expertos sobre Citometría. 3,4,16-19 El panel ICSH originalmente
identificado las variables importantes asociados con este método. Esto, a su vez,
permitió a la Sociedad Internacional de Hematología Laboratorio
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Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO
(ISLH) Grupo de Trabajo para desarrollar un protocolo de trabajo para un método de
Research Institute, Portland; El Hospital William Beaumont, Royal Oak, MI;
recuento de referencia candidato y organizar una evaluación de varios laboratorios de
y el University College de Londres, Londres, Inglaterra (UCL).
este método. El principio del método consiste en etiquetado EDTA, anticoagulada con
plaquetas de la sangre entera con un anticuerpo monoclonal antiplaquetario adecuado
(isotiocianato de fluoresceína [FITC] o conjugado de otro modo). Después de la
dilución óptima, las plaquetas se enumeran a partir de la proporción de
muestras de sangre
Todas las muestras de sangre fueron anticoagulada con EDTA dipotásico o
acontecimientos de plaquetas fluorescentes para el número de glóbulos rojos no
tripotásico EDTA y se obtuvieron después de consentimiento informado de
marcados. Esto da la relación denominado RBC / plaquetas (PLT), y el recuento de
voluntarios adultos sanos o como el material residual de las muestras de pacientes
plaquetas se calcula a partir de un recuento de RBC precisa de la muestra. 3,4 Siempre
recogidos con fines de análisis clínicos. Todas las muestras se ensayaron dentro de
que la muestra de sangre se mezcla bien y que los eventos de coincidencia
las 6 horas después de la recogida.
(RBC-RBC y RBC-plaquetas) se contabilizan o controlados por, el derivado de
plaquetas recuento entonces es independiente de artefactos de pipeteado y de
dilución que se sabe que potencialmente influir en otros procedimientos (por ejemplo,
recuentos fluorescente bead-based). 3,18 Estudios anteriores han demostrado que a
Materiales de consenso
Estuvieron proporcionada a todos los laboratorios participantes para
pesar de la nueva relación de RBC / PLT concuerda bien con el recuento de fase, el
minimizar la variación entre laboratorios: (1) 2 FITClabeled anticuerpos
método es mucho más preciso y, por lo tanto, potencialmente deben sustituir el
antiplaquetarios: anti-CD61 (clon RUU-PL 7F12, 21 Número de lote 13222,
conteo manual como el nuevo método de referencia internacional. 3,4
Becton Dickinson, San Jose, CA) y anti CD41-(P2 clon, 22 Número de lote 26,
Beckman Coulter, Hialeah, FL); (2) de albúmina de suero bovino, fracción V
(BSA; Sigma, St Louis, MO); (3) filtros Millex-GV, significan tamaño de poro
0,22 m (Millipore Intertech, Bradford, MA); y (4) conserva muestras de sangre
El ISLH estableció un grupo de trabajo para el recuento de plaquetas en
con diferentes relaciones de RBC / PLT proporcionados por R & D Systems
septiembre de 1999, diseñó un protocolo de consenso, y llevó a cabo una
(Minneapolis, MN), Beckman Coulter (Miami, FL), y el Reino Unido Plan
comparación entre laboratorios con 10 participantes con el objetivo de
Nacional de Evaluación de la Calidad Externa (PNEEC; Sheffield, Inglaterra).
demostrar que la relación / PLT RBC tiene el potencial de ser recomendado
como el nuevo método de referencia. En el presente estudio, se analizaron
muestras de sangre fresca de voluntarios adultos sanos y de pacientes.
Además, el material estabilizado de 3 fuentes se analizó por todos los
Inicial Método Contando Consenso de plaquetas
Después de una primera reunión del Grupo de Trabajo ISLH en septiembre de
participantes. Los datos fueron recabados por abril de 2000 y presentados en el
1999, un protocolo de consenso fue escrito. Todas las muestras de ensayo se
12º Simposio Internacional ISLH de Innovación Técnica en Laboratorio de
obtuvieron a partir de, anticoagulada con EDTA (EDTA dipotásico o tripotásico
Hematología (Banff, Alberta). Todos los participantes completaron
EDTA) muestras de sangre y se analizaron dentro de las 6 horas de la punción
exitosamente el estudio inicial, y después de la presentación y exhaustiva mesa
venosa. Las muestras se mantuvieron en la posición vertical en 18 C a 22 C y eran
redonda, se generó un protocolo de consenso final modificado. Un estudio
entre laboratorios adicional se llevó a cabo para demostrar que este método es
no colocado en cualquier tipo de oscilación o dispositivo de mezcla antes del ensayo. Las
fiable. Se concluyó que el nuevo método de referencia candidato para el
muestras fueron rechazadas si había alguna evidencia de hemólisis o la coagulación.
recuento de plaquetas debe convertirse en el recuento de plaquetas derivado
de la relación / PLT RBC. El último método se publica en otro artículo de este
número de la Diario. 20
Todas las cantidades de sangre, los anticuerpos, y el tampón se dividieron
en alícuotas utilizando pipetas de desplazamiento positivo calibrados, y el
exterior de la punta de plástico se limpió cuidadosamente con papel de seda de
una manera hacia arriba para retirar el exceso de líquido sin perturbar el fluido
dentro de la punta de la pipeta. Cinco microlitros de sangre bien mezclado
(invertida lentamente al menos 8 veces) se pipetearon en el fondo de un tubo
Falcon de poliestireno (Becton Dickinson) como una sola gota de sangre.
Materiales y métodos
Polipropileno o poliestireno tubos preferiblemente deben ser utilizados a lo largo
de procesamiento de muestras, y superficies de vidrio de fricción debe ser
evitado. Cinco microlitros de anti-CD61FITC (12,5 g / ml), un anti-glicoproteína
Los laboratorios participantes
Laboratorios participantes en el estudio fueron los siguientes:
anticuerpo monoclonal (Gp) IIIa (clon RUU-PL 7F12), 21 o 5 l de antiCD41-FITC
(100 g / ml), un anti-GpIIbalpha anticuerpo monoclonal (clon P2), 22 a
Abbott Laboratories, Santa Clara, CA; ABX, Montpellier, Francia; Bayer
continuación, se pipeteó inmediatamente en el mismo tubo como una perla
Diagnostics, Tarrytown, NY; Beckman Coulter, Miami, FL; Sysmex,
separada adyacente a, pero no
Kobe, Japón; La Universidad de Loma Linda, Loma Linda, CA; Maine
Medical Center
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Harrison et al / PAG latelet do ontaje
tocar o mezclado con, la gota de sangre. Entonces 100 l de filtrado (a través de
dispersión. Las muestras se aspiraron a un caudal óptimo (de acuerdo con cada
0,22 micras filtros, Millex-GV) solución salina que contiene 0,1% de BSA
laboratorio), y se recogieron un mínimo de 2.000 eventos de plaquetas o 50.000
tamponada con fosfato (PBSA; fracción V, Sigma; calentó a temperatura
eventos RBC. Los instrumentos utilizados, los ajustes individuales, y los
ambiente) se pipeteó inmediatamente en la parte inferior del tubo, y la sangre era
procedimientos de calibración y de control se resumen en la Tabla 1.
mezclado con anticuerpo y tampón moviendo suavemente la gradilla de tubos.
Después de la incubación durante exactamente 15 minutos a temperatura
ambiente en la oscuridad, se añadió 890 l de PBSA para dar un volumen final de
exactamente 1 ml (equivalente a 1: dilución de sangre 200). Otras diluciones
Referencia analizadores de hematología utilizados en el estudio
Cada laboratorio participante realiza un recuento de sangre completa
finales de 1: 500 a 1: 8000 se hicieron en tubos Falcon separadas mediante la
estándar usando una variedad de analizadores comerciales (usando
adición de volúmenes apropiados de la solución de sangre diluida a PBSA. La
impedancia, o métodos ópticos, inmunológicos), incluyendo el Cell-Dyn 4000
serie de dilución se preparó diluyendo la muestra más concentradas en el
(Abbott Laboratories), el Sysmex 9500 o XE-2100 (Sysmex), el Beckman
diluyente, y la mezcla se llevó a cabo por al menos 8 inversiones suaves antes de
Coulter GEN-S y STKS (Beckman Coulter), y el Sistema ADVIA 120 (Bayer).
la aspiración de sangre diluida. Las muestras se mantuvieron en la oscuridad a
métodos de calibración y de control individuales fueron los procedimientos
temperatura ambiente hasta que se analizaron. análisis de citometría de flujo a
estándar utilizados por cada laboratorio.
continuación, se realizó en la sangre diluida se mezcló usando flujo calibrado de
cada laboratorio citómetro.
Análisis de citometría de flujo de datos
ratios de RBC / PLT se calcularon a partir trazado de citometría de diagramas de
dispersión de tamaño de celda (registro de dispersión hacia adelante) vs granularidad (log
dispersión lateral) ❚ Figura 1 ❚ y la fluorescencia (log FL1) vs tamaño de la celda (log
Citómetros de flujo utilizado en el estudio
adelante dispersión) ❚ Figura 2 ❚ . La Figura 1 muestra claramente la plaqueta (A) y las nubes
Se recomienda un flujo fluorescente citómetro con enfoque
de RBC (B). Se recomienda el uso de ambos diagramas de dispersión, ya que cada uno
hidrodinámico y la capacidad de medición de dispersión hacia adelante,
proporcionan pistas visuales al estado de etiquetado de las plaquetas dentro que se
dispersión lateral, y la fluorescencia. Cada laboratorio participante utiliza
analiza la muestra. análisis del cuadrante y de mapa de bits se muestran en la Figura 2.
diferentes citómetros de flujo ❚ tabla 1 ❚ .
Estos muestran claramente la resolución de las plaquetas a partir de
Discriminadores normalmente se fijan en un valor bajo de avance
❚ tabla 1 ❚
Citómetros de flujo, Configuración de discriminación, y la configuración de PMT para cada laboratorio participante *
Laboratorio
Abbott Laboratories,
Santa Clara, CA
Fluir
Citómetro de Flujo
FACScan
Bajo
Discriminado
Umbral = 52;
FS-H = 200
Ajustes PMT
FS = log E00, la ganancia = 2,00;
SS = 309 de registro, la ganancia = 1,00;
Procedimiento de Control de Calidad al día
perlas Calibrite: FS, SS, FL1, y
FL2
FL1 = 582 de registro, la ganancia = 1,00;
FL2 = 630 de registro, la ganancia = 1,00
Bayer Diagnostics,
Tarrytown, NY
FACScan
Beckman Coulter,
XL-MCL
Bajo; 12
l / min
FS = 52
Bajo
FS = 1,0
FS = log E00, obtener 2,0;
SS = 340 de registro, obtener 1,0;
FL1 = 725 de registro, obtener 1,0
FS = 48V, la ganancia = 1,0;
SS = 7V, ganancia = 10,0;
Miami, Florida
FL1 = 838V, la ganancia = 1,0
La Universidad de Loma Linda, FACScan
Loma Linda, CA
Maine Medical Center FACScan
Alto
SS = 140
log FS = E00; SS = 270
perlas Calibrite: FS, SS, FL1, FL2
FACStation FACS-Comp 4.1 CV
<2,00
Flow-Check perlas (FS, FL1, FL2,
y FL3 HPCV <1,5; FL4 <1,7);
IMF, Flow-Set
Becton Dickinson perlas de 3 colores
Iniciar sesión; FL1 = 674 log
Bajo
FS = 199
Instituto de Investigación,
log FS = E00; SS = 304
perlas Calibrite
Iniciar sesión; FL1 = 606 log
Portland
Sysmex, Kobe, Japón citómetro de baja
SS = 200
log FS = E00; SS = 392
perlas Calibrite
Iniciar sesión; FL1 = 640 log
William Beaumont
Hospital, Royal Oak,
MI
Universidad
FACScan
Alto
FS-H = 196
log FS = E00; SS = 314
Flow-Check cuentas; perlas Calibrite
Iniciar sesión; FL1 = 591 log
XL-MCL
Medio
FS = 1,0
FS = 200 V, la ganancia = 1,0;
Flow-Check cuentas para FS, FL1, FL2,
Hospital de Londres,
SS = 706V, la ganancia = 2,0;
FL3, y FL4 HPCVs <1,6 y MFI
Londres, Inglaterra
FL1 = 700V, la ganancia = 1,0
comprobar
CV, coeficiente de variación; FL1, log fluorescencia a 528 nm; FL2, log fluorescencia a 575 nm; FL3, log fluorescencia a 620 nm; FL4, log fluorescencia a 675 nm; FS, dispersión hacia adelante; FS-H, la altura de dispersión hacia adelante; HPCV, el
coeficiente medio de pico de la variación; MFI, intensidad media de fluorescencia; PMT, tubo fotomultiplicador; SS, dispersión lateral; V, el voltaje.
*
FACScan, perlas Calibrite, FACStation, FACS-Comp 4.1, y FACScalibur, Becton Dickinson, San Jose, CA; Coulter XL-MCL, Flow-Check cuentas y Flow-Set, Beckman Coulter, Miami, FL.
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Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO
1000
el ruido y la suciedad, los glóbulos rojos, y los eventos de coincidencia PLT-RBC. Los
recuentos de plaquetas finales se calculan dividiendo el conocido conteo de glóbulos
rojos de la misma muestra (determinada mediante el uso de la elección del laboratorio
individual de un analizador de hematología automatizado calibrado) por la relación /
PLT RBC. Este conteo derivada no tiene en cuenta los eventos de coincidencia. Para el
100
cálculo de un recuento de plaquetas derivada teniendo en cuenta RBC-RBC y la
FS Conectarse
coincidencia de plaquetas RBC, ver ❚ Apéndice 1 ❚ .
Cálculo del número de eventos de coincidencia RBC-RBC requiere alguna explicación.
10
En pocas palabras, un evento de coincidencia en plaquetas RBC significa que una de
las plaquetas y un RBC están dentro del volumen de observación en el mismo tiempo.
Un evento coincidencia RBC-RBC significa que 2 RBCs están dentro del volumen de
observación en el mismo tiempo. Por lo tanto, ya sea para tipo de evento, debe haber
1
al menos 1 RBC en el volumen y 1 otra célula, ya sea una plaqueta o un RBC. La
probabilidad de que la otra célula será un RBC es mayor que la probabilidad de que
será una de las plaquetas en una cantidad igual a la verdadera relación de RBCs a las
plaquetas. Por lo tanto, si se multiplica el número de eventos de plaquetas-RBC por la
0.1
0.1
10
1
100
relación de RBCs a las plaquetas, el número de eventos RBC-RBC que debe haber
1000
SS Log
ocurrido se deriva.
❚ Figura 1 ❚ La citometría de flujo diagrama de dispersión (log dispersión lateral [SS] vs log de
dispersión hacia adelante [FS]) de todos los eventos detectados (Coulter XLMCL) dentro de una muestra de sangre diluida 1: 1000. La nube de plaquetas se muestra en la
Las comparaciones entre laboratorios
parte inferior izquierda ( UNA) y se resuelve claramente a partir de la nube de RBC en el lado
Cada laboratorio participante realiza diluciones en serie de 5 muestras
superior derecho ( SEGUNDO). Para información de propiedad, véase la Tabla 1.
normales usando tanto anticuerpos monoclonales para determinar las
condiciones de ensayo óptimas en el instrumento
UNA
10 4
segundo
4
3
10 4
Plaquetas /
Coincidencia RBC
RBC
Las plaquetas
R1
10 3
CD61 FITC
CD61 FITC
10 3
10 2
10 2
glóbulos rojos R3
R4
Plaquetas / plaquetas Coincidencia
Los
R3
ruido
10 1
10 1
Los glóbulos rojos
ruido
6
5
10 1
10 2
10 3
10 4
10 1
Dispersión frontal
10 2
10 3
Dispersión frontal
❚ Figura 2 ❚ La citometría de flujo diagrama de dispersión (fluorescencia log a 528 nm [FL1] vs log de dispersión hacia adelante [FS]) de todos los eventos recogidos en la Figura 1. Las plaquetas
fluorescentes se resuelven claramente del ruido y los residuos, glóbulos rojos, y los eventos de coincidencia de plaquetas RBC /. UNA,
análisis cuadrante. SEGUNDO, análisis de mapa de bits. FITC, isotiocianato de fluoresceína.
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10 4
Harrison et al / PAG latelet do ontaje
utilizado en dicho laboratorio. muestras patológicas se evitaron en esta etapa para
La comparación con el recuento de plaquetas Manual
asegurar la optimización adecuada. Después de determinar la dilución óptima para
El anti-CD61, anti-CD41 y anti-CD61 / métodos de marcaje anti-CD41 se
minimizar eventos de coincidencia, cada laboratorio se analizaron las muestras de
compararon con el método de referencia existente. los recuentos de plaquetas
sangre estabilizadas por duplicado usando tanto anticuerpos monoclonales, CD41
Manual se realizaron a través de un método de microscopía de fase estándar. 1,2 Una
y CD61. Para minimizar las variables entre laboratorios, las muestras se analizaron
dilución 1:20 de toda EDTAanticoagulated sangre se preparó en un diluyente de
dentro de los 10 días de recibo, y se registró la fecha de análisis. Para cada
oxalato de amonio al 1%. diluciones más bajas se hicieron para los especímenes
muestra de ejecución, los datos que se agruparon incluyen la dilución final, el
con un recuento de plaquetas inferior a 100 · 10 3 / l (<100 ·
número total de eventos recogidos, y el número de plaquetas, RBC, y eventos de
coincidencia plateletRBC utilizando cuadrante o el análisis de mapa de bits. Todos
10 9 / L). La suspensión se mezcló entonces en un mezclador mecánico durante 10
los datos se envían al Centro Médico de Maine Instituto de Investigación para el
a 15 minutos para permitir la lisis completa de todos los glóbulos rojos. A, cámara
procesamiento y cálculo de los recuentos de plaquetas datos corregidos.
de Neubauer libre de polvo limpio se llenó con la suspensión y se dejó en una
cámara húmeda durante 10 a 30 minutos para permitir que las plaquetas se
asienten. La preparación entonces se examinó utilizando la 40 · objetivo; las
plaquetas aparecieron partículas tan pequeñas pero de refracción. El número total
de plaquetas aparecen en 50 cuadrados pequeños en la cámara se contó y fue
Dentro del laboratorio Estudios
Cada laboratorio realizó su propio estudio de muestras de pacientes. Se recogieron
equivalente a la cifra de plaquetas · 10 9 / L. Ambos lados de la cámara se contaron
para comprobar la reproducibilidad. La diferencia máxima observada permitido
los datos como se ha descrito, pero cada laboratorio procesan sus propios datos. Todos
entre las diapositivas fue del 10%; una nueva preparación se contó si la diferencia
los centros realizaron un estudio de precisión dentro del ensayo en 5 muestras con una
supera el 10%. El recuento final y luego se tomó como el valor medio de las 2
gama de recuentos de plaquetas. Cada muestra se sometió a ensayo 11 veces con tubos
cuentas.
de dilución separados para calcular el coeficiente dentro del laboratorio de variación (CV)
en diferentes niveles de los recuentos de plaquetas. Cada centro también se ensayó un
mínimo de 60 muestras de pacientes (20 con recuentos de plaquetas <20 · 10 3 / l [<20 · 10 9 / L],
20 entre 20 y 120 ·
resultados
10 3 / l [entre 20 y 120 · 10 9 / L], y 20 entre 120 y 400 · 10 3 / l [entre 120
y 400 · 10 9 / L]).
Los estudios de dilución
Comparación del Método consenso final doble marcaje con los
muestra en la ❚ figura 3 ❚ y ❚ Figura 4 ❚ . La gama de los recuentos de plaquetas era
procedimientos individuales de etiquetado
140-403 · 10 3 / l (140-403 · 10 9 / L). La Figura 3 muestra los datos para todos los
Los datos agrupados de las curvas de dilución para todos los laboratorios se
Durante la reunión del Grupo de Trabajo de consenso ISLH (abril
laboratorios individuales representa como una función del porcentaje de error vs
2000) se recomendó un procedimiento de recuento final de plaquetas ligeramente
dilución. En diluciones bajas (<1: 500), el error de coincidencia era
modificado (para más detalles ver ICSH / ISLH 20). El método es idéntico al método
extremadamente variable entre los diferentes laboratorios. Esto puede ser causado
de consenso inicial descrito con un número de pequeñas diferencias. Estos
por las variaciones en citómetro de flujo de caudal y de la geometría en términos de
incluyen un factor recomendado dilución final de 1: 1000 (hallazgo consenso,
volumen de observación. Cuando todos los datos de dilución se combinan (Figura
véase la sección “Resultados”) y el uso de un método de doble etiquetado tanto
4), el error total debido a la coincidencia se redujo constantemente a menos del 5%
con anti-CD41 y anti-CD61. El procedimiento de doble etiquetado fue elegido
a una dilución de más de 1: 1000, y no parece dilución adicional para disminuir el
debido a diferencias sustanciales entre CD41 y los resultados de etiquetado
error por debajo del 2%. La velocidad de adquisición recomendada (eventos por
CD61 observada en un pequeño número de muestras por algunos de los
segundo), que tiene en cuenta la tasa de flujo y dilución, debe ser inferior a 3.000
laboratorios. También se decidió que si se recogieron al menos 1.000 eventos de
eventos por segundo. Un problema potencial con altas diluciones es que el tiempo
plaquetas y 50.000 eventos de RBC, el ensayo sería estadísticamente válida
de análisis aumenta, especialmente en muestras trombocitopénicos en el que el
como se muestra anteriormente. 3 Estas condiciones proporcionan un buen
número de eventos de plaquetas es relativamente bajo. corrección de coincidencia
equilibrio entre la eliminación coincidencia y tiempo de análisis, en particular en
usando las fórmulas dadas en el apéndice 1 parece ser útil para corregir los
muestras gravemente trombocitopénicos. Un pequeño estudio interlaboratorio se
recuentos obtenidos a baja dilución; en suficientemente altas diluciones, sin
llevó a cabo por 4 centros de medición al menos 25 muestras con una gama de
embargo, el error debido a la coincidencia se vuelve casi insignificante. Además, la
recuentos de plaquetas. Todas las muestras se midieron utilizando anti-CD41,
corrección de coincidencia puede introducir fuentes adicionales de error y no se
antiCD61, y el método de doble etiquetado. Los datos se envían a UCL y
recomienda para las diluciones mayores que 1: 1.000 (véase la sección
cotejados, y se compararon los 3 métodos de etiquetado.
“Discusión”).
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Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO
20
25
18
dieciséis
20
14
94
12
Error%
15
24
Error%
10
10
8
6
49
4
90
94
60
50
2
5
0
<500
De 500 a 999 1000 a 1999 2000 a 2999 3000 a 3999 4000 a 4999
00
1000 2000 3000 4000 5000 6000 7000 8000 9000
Dilución
❚ figura 3 ❚ Porcentaje error coincidencia vs dilución. Todos los datos de laboratorio se
muestran y se recogieron mediante análisis de mapa de bits usando tanto anticuerpos
5000
Dilución
❚ Figura 4 ❚ error coincidencia combinada (media ± SD) (número de puntos de datos
mostrados en cada punto) vs dilución. El nivel de coincidencia cae a menos de 5%
por debajo de una dilución de 1: 1000, pero no sea inferior a 2%.
monoclonales (anti-CD41 y anti-CD61).
Preparaciones de sangre estabilizadas
Once diferente estabilizada preparaciones de sangre con una gama de
analizar la muestra). Las normas de sistemas de I + D fueron analizados por sólo
8 de los 9 laboratorios. Varios laboratorios informaron de diferencias en la
recuentos de plaquetas se analizaron por 9 laboratorios por cualquiera de mapa de
intensidad de marcado entre CD41 y CD61 para las preparaciones de Beckman
bits o el análisis de cuadrante usando tanto anticuerpos monoclonales. ❚ Figura 5 ❚ y
Coulter (BC). Esto probablemente causó los resultados inconsistentes obtenidos,
❚ Figura 6 ❚ resumir los datos. problemas de lisis se reportaron con la NEQAS Reino
especialmente para el material de BC-1. ❚ Figura 7 ❚ y ❚ Figura 8 ❚ mostrar gráficos
Unido bajo (UCL-L) material; esto se refleja en el rango de los resultados
de correlación entre el cuadrante y el análisis de mapa de bits y entre CD41 y
obtenidos (4 laboratorios informaron de lisis y no intentaron
CD61 etiquetado. La comparación global
350
400
Media ± SD Lab 1
Lab 1 Lab
350
Lab 2 Lab 3 Lab 4
2 Lab 3
300
Mean Lab
Lab 5 Lab 6 Lab 7
Lab 8 Lab 9
4 Lab 5
Lab 6 Lab
300
7 Lab 8
250
Recuento de plaquetas ( × 10 9 / L)
Recuento de plaquetas ( × 10 9 / L)
Lab 9
250
200
150
100
200
150
100
50
50
0 I + D-1 R y D-2 de I + D-3 I + D-4 I + D-5 BC-1 BC-2 BC-3 UCL-L UCL-M UCL-N
Estabilizado material de plaquitas
0 I + D-1 R y D-2 de I + D-3 I + D-4 I + D-5 BC-1 BC-2 BC-3 UCL-L UCL-M UCL-N
Estabilizado material de plaquitas
❚ Figura 5 ❚ Resumen de los recuentos de plaquetas de laboratorio (media ± SD, indicado
❚ Figura 6 ❚ Resumen de los recuentos de plaquetas de laboratorio (media ± SD,
por guiones centrales y periféricas, respectivamente) obtenida utilizando anti-CD61 con 11
indicado por guiones centrales y periféricas, respectivamente) obtenida utilizando
preparaciones de sangre estabilizadas diferentes. R & D Systems estándares (I + D; 1-5),
anti-CD41 con 11 preparaciones estabilizadas de sangre. I + D normas de sistemas (I +
los estándares de Beckman Coulter (BC; 1-3), y las normas de la University College London
D; 1-5), los estándares de Beckman Coulter (BC; 1-3), y las normas de la University
(UCL Reino Unido NEQAS-LN). Los valores se dan en unidades internacionales Système;
College London UK NEQAS (UCL-LN). Los valores se dan en unidades internacionales
unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información de
Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información
propiedad, véase la Tabla 2.
de propiedad, véase la Tabla 2.
© Sociedad Americana de Patólogos Clínicos
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450
450
400
400
350
350
300
300
CD61 ( × 10 9 / L)
mapa de bits ( × 10 9 / L)
Harrison et al / PAG latelet do ontaje
250
200
250
200
150
150
100
100
50
50
00
00
50
100
150
200
250
300
350
400
450
50
100
cuadrante ( × 10 9 / L)
150
200
250
300
350
400
CD41 ( × 10 9 / L)
❚ Figura 7 ❚ La comparación de todos los recuentos de plaquetas de análisis derivada de
❚ Figura 8 ❚ Comparación de etiquetado anticuerpo CD41 y CD61 en los recuentos de
análisis- mapa de bits y de cuadrante en las muestras de sangre estabilizadas obtenidas de
plaquetas de todos los laboratorios participantes; sólo las normas de investigación y desarrollo
todos los laboratorios participantes (n = 303). y = 0.9983x + 1,228; R 2 = 0,9922. Los valores se
de sistemas. y = 1.0537x - 2,1027; R 2 = 0,9891. Los valores se dan en unidades internacionales
dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el
Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información de
multiplicador es 1,0.
propiedad, véase la Tabla 2.
de cuadrante vs análisis de mapa de bits de las muestras (n = 303) era excelente,
difícil trazar la puerta de cuadrante para resolver grandes plaquetas y glóbulos rojos en
con sólo 1 laboratorio de informes una diferencia sistemática que se limita a 1 SD.
sus áreas correctas.
Las 3 muestras con mapa de bits mayores que los valores de cuadrante son el
resultado de una mejor asignación de plaquetas. Varios laboratorios expresan una
Comparación de único y doble etiquetado
Los resultados del procedimiento de doble etiquetado de acuerdo con
preferencia para el análisis de mapa de bits de los datos en este estudio particular,
ya que a veces era difícil colocar la puerta cuadrante sin solapamiento de los
las de CD41 y CD61 tanto solo en 4 laboratorios participantes. Los datos
eventos en otros cuadrantes. Para la comparación anticuerpo monoclonal, sólo los
agrupados se muestran en la ❚ Figura 9 ❚ ; todos los recuentos de plaquetas se
datos de la 5 I + preparaciones D Systems (n = 55) fueron utilizados debido a los
resumen en las Figuras 9A a 9C y plaquetas de menos de 100 · 10 3 / l (<100 · 10
problemas observados con los otros 2 materiales. En este subconjunto de datos, el
9/
acuerdo general entre los 2 anticuerpos monoclonales era excelente. Un resumen
CD41 y CD61 y CD41 con CD61 y etiquetado dual era excelente, con ningún
de la variación entre laboratorios usando CD61, CD41, y el análisis de mapa de bits
sesgo ensayo aparente.
L) en las Figuras 9D a través de la figura 9F. La correlación global entre
se muestra en la ❚ Tabla 2 ❚ .
La comparación con el recuento manual de fase
Se obtuvieron los CV entre laboratorios similares utilizando ya sea anticuerpo
para la I + D, BC-2, BC-3, preparaciones UCL-L, UCL-M, y UCL-N.
❚ Figura 10 ❚ muestra la comparación de CD41, CD61, y CD41 y CD61
etiquetado con el método manual de fase en 1 laboratorio. Aunque las
correlaciones globales fueron excelentes, tenga en cuenta el sesgo hacia el
método manual, particularmente en los recuentos superiores. Esto pone de
Variación dentro del laboratorio
Un ejemplo de típicos datos dentro-laboratorio a partir de 1 participante (UCL)
se muestra en ❚ Tabla 3 ❚ . En general, el porcentaje CV fue excelente, a menos de 5%
relieve el problema con el método manual de fase en este laboratorio. Otros
estudios han demostrado previamente que no había aparente sesgo ensayo entre
los dos métodos. 3,4
para la mayoría de las muestras, incluyendo muestras gravemente
trombocitopénicos. Esto es representativo de los resultados de otros participantes.
Comparación Usando muestras de pacientes
Comparación de duplicado, mapa de bits, y el cuadrante análisis dio resultados
Discusión
Los objetivos del presente estudio fueron evaluar un método de referencia para el
esencialmente idénticos (datos no mostrados). La mayoría de los laboratorios, sin
recuento de plaquetas candidato y determinar su transferibilidad. Los llamados los
embargo, expresan una preferencia para el análisis de mapa de bits, ya que, en una
recuentos de plaquetas indirectos se pueden derivar de la relación de RBC / PLT
minoría de muestras, es a veces
obtenido por citometría de flujo
454 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459
© Sociedad Americana de Patólogos Clínicos
Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO
❚ Tabla 2 ❚
Comparación entre laboratorios de muestras de sangre estabilizadas Uso de CD61 y CD41 Analizado por mapas de bits *
CD41
CD61
Estándar
Media
CV (%)
Dakota del Sur
Media
CV (%)
Dakota del Sur
I+D1
6.19
1.44
23.2
6.11
1.87
R+D2
22.73
1.82
8.0
22.99
3.89
R+D3
47.10
6.44
13.7
44.45
7.28
I+D4
87.34
14.20
16.3
84.79
8.94
I+D5
28.84
30.6
16.9
16.4
10.5
10.5
56.3
13.9
10.0
289.96
40.45
13.9
273.75
BC-1
38.82
45.66
117,6
23.39
13.16
BC-2
99.69
14.18
14.2
97.63
13,56
AC-3
183.74
17.91
9.7
173,82
17.30
UCL-L
125.29
65.37
52.2
123.43
88.05
71.3
UCL-M
89.21
23.85
36.7
80.87
18.68
UCL-N
255.49
24.83
9.7
258,62
14.98
23.1
5.8
C., Beckman Coulter, Miami, FL: I + D, R & D Systems, Minneapolis, MN; UCL-LN, las normas de la University College London UK NEQAS.
*
La media y la SD se dan como · 10 3 / l ( · 10 9 / L).
❚ Tabla 3 ❚
Los coeficientes de variación obtenidos con cinco muestras con una serie de recuentos de plaquetas *
Recuento de plaquetas (× 10 9 / L)
Impedancia
CD61 (Mean)
CV (%)
Dakota del Sur
1.5
mapa de bits
259
283
4.3
Cuadrante
259
283
4.3
1.5
mapa de bits
97
134
2.7
Cuadrante
97
128
2.9
2.0
2.3
mapa de bits
45
50
3.5
7.0
Cuadrante
45
50
3.6
7.2
mapa de bits
20
22
0.8
Cuadrante
20
22
3.5
4.0
4.1
4.3
0.9
mapa de bits
3
3.4
0.1
Cuadrante
3
3.7
0.2
*
Las muestras se analizaron 11 veces cada uno. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0.
y requerir sólo un conteo de glóbulos rojos precisa realizado en un analizador de
muestras. dobletes o tripletes de plaquetas a esta dilución también
hematología calibrado para calcular el resultado. Las plaquetas son simplemente
serán insignificantes. La velocidad de adquisición recomendada
resueltos de RBC o desechos, mediante el etiquetado específico con anticuerpos
(eventos por segundo) que tiene en cuenta el caudal y la dilución
monoclonales adecuados. 3,4 Después del etiquetado y la dilución óptima de la
idealmente debe ser inferior a 3.000 eventos por segundo.
muestra, el número de eventos de coincidencia RBC-RBC plaquetas RBC y se
Curiosamente, no parece que el error de coincidencia observada en
reduce a un nivel que no debe influir en el recuento derivado final. Los datos del
este estudio entre laboratorios a caer por debajo del 2% en
presente estudio demuestran claramente que un factor de dilución de al menos 1: Se
diluciones altas. Este fenómeno será estudiado más y posiblemente
necesita 1000 para reducir el error de nivel de coincidencia de límites aceptables
se relaciona con complejos de WBC-plaquetas. Por lo tanto, se
(Figura 4). Estudios anteriores han sugerido factores de dilución que van desde 1:
debe tener precaución si se analizan las muestras con altos
400 a 1: 2000. 3,4,9
recuentos de WBC. muestras proporcionadas se analizan de
manera óptima, es decir, a 1: 1.000 y menos de 3.000 eventos por
diluciones más altas tienden a dar resultados idénticos pero requieren tiempos de
segundo, corrección de coincidencia no es necesario. Sin embargo,
análisis más largas, en particular en muestras trombocitopénicos. Esto no representa un
problema, pero es posible que los tiempos de análisis muy prolongados pueden dar
lugar a un cierto grado de sedimentación celular, lo que obviamente influirá en la
relación y alterar el recuento derivada. A una dilución de 1: 1000, tiempos de análisis
típicos están bien dentro de los límites de tiempo razonable sin sustancial de
sedimentación RBC, incluso en gravemente trombocitopénica
La comparación de los datos entre laboratorios obtenidos con las muestras
de sangre estabilizadas fue alentador (Figuras 5 y
6). Una de las muestras de sangre estabilizadas a cabo, así, con
© Sociedad Americana de Patólogos Clínicos
Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 455
Harrison et al / PAG latelet do ontaje
re
500
100
400
80
CD61 ( × 10 9 / L)
CD61 ( × 10 9 / L)
UNA
300
200
100
60
40
20
00
100
200
300
400
00
500
20
CD41 ( × 10 9 / L)
mi
80
100
80
100
80
100
100
80
CD41 / CD61 ( × 10 9 / L)
400
CD61 / CD41 ( × 10 9 / L)
60
CD41 ( × 10 9 / L)
segundo
500
300
200
60
40
20
100
00
40
00
100
200
300
400
20
500
40
60
CD61 ( × 10 9 / L)
CD61 ( × 10 9 / L)
F
do
100
500
80
CD41 / CD61 ( × 10 9 / L)
CD41 / CD61 ( × 10 9 / L)
400
300
200
100
60
40
20
00
100
200
300
400
CD41 ( × 10 9 / L)
500
00
20
40
60
CD41 ( × 10 9 / L)
❚ Figura 9 ❚ Comparación de los CD41, CD61, y CD41 / CD61 (todos de mapa de bits analizados) recuento de plaquetas. Los datos se obtuvieron a partir de 4 laboratorios participantes. C.A, Las
comparaciones en todos los recuentos de plaquetas. DF, Los recuentos de plaquetas <100 · 10 9 / L. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l,
y el multiplicador es 1,0. UNA, y = 0.9911x + 1,3507; R 2 = 0,9912. SEGUNDO, y = 1.0054x - 0,5803; R 2 = 0,9923. DO, y = 1.0009x + 0,1252; R 2 = 0,9923. RE, y = 1.0310x - 0,0034; R 2 = 0,9907. MI, y
= 0.9655x
+ 0,6369; R 2 = 0,9912. F, y = 0.9947x + 0,5546; R 2 = 0,9862.
456 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459
© Sociedad Americana de Patólogos Clínicos
Conde Immunoplatelet ( × 10 9 / L)
Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO
450
minoría de muestras. Por lo tanto, para dar cuenta de la rara posibilidad de que el uso
400
de un único anticuerpo no puede dar una cifra exacta, se acordó que un
procedimiento de doble etiquetado debe ser una forma “a prueba de fallos” de
350
asegurar la exactitud del método de conteo; Así, el método de referencia propuesto
300
utiliza una combinación de ambos anticuerpos para el etiquetado. 20 Se realizó un
250
estudio entre laboratorios independiente para garantizar que el procedimiento se ha
200
CD61 CD41 BD BC
Igualdad CD41 / CD61
150
lineal (CD41 / CD61)
100
optimizado. Los datos esencialmente demostraron que este método da resultados
idénticos a un método de etiquetado único utilizando anticuerpo solo (Figura 9).
Estudios previos han demostrado que una variedad de anticuerpos se pueden usar
para llevar a cabo el etiquetado de plaquetas, incluyendo anti-GPIB. 4 Se podría
50
argumentar que 2 anticuerpos producidos contra 2 diferentes receptores se deben
utilizar (por ejemplo, anti-GPIIb / IIIa y anti-GPIB). Aunque los anticuerpos anti-GPIb
0
0
200
100
300
400
Conde de contraste de fase ( × 10 9 / L)
funcionan extremadamente bien, 4,17 problemas con la internalización de este receptor
❚ Figura 10 ❚ Comparación de los CD41, CD61, y CD41 / CD61 etiquetado con el
en el sistema canalicular abierto durante la activación de plaquetas han sido
método de microscopía de contraste de fase manual 1 laboratorio. y = 0.8704x +
reportados con una pérdida sustancial en la intensidad de fluorescencia media de
4,8822; R 2 = 0,9778. BD, Becton Dickinson, San Jose, CA; C., Beckman Coulter,
toda la población de plaquetas. 23 El Grupo de Trabajo ISLH llegó a la conclusión de
Miami, FL. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades
que los anticuerpos frente a 2 epítopos distintos en el complejo GPIIb / IIIa deben ser
convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0.
adecuados para las siguientes razones: (1) El receptor está regulado en la membrana
plasmática durante la activación de plaquetas. (2) El receptor es raramente ausente o
disminuido (por ejemplo, casos raros de Glanzmann thrombasthenia que deben ser
seleccionados fácilmente hacia fuera). (3) En el raro caso de posibles autoanticuerpos
CVs entre 8,0% y 30%, incluso para los recuentos de menos de 10 ·
bloquea etiquetado, sólo 1 de los 2 epítopos teóricamente será bloqueado.
10 3 / l (<10 · 10 9 / L; Tabla 2). Para los otros 2 preparaciones, había
problemas con diferentes grados de estabilidad de la muestra; algunos
laboratorios encontraron lisis de glóbulos rojos durante el análisis. A
pesar de estos problemas, la correlación general entre mapa de bits y
el análisis cuadrante de las preparaciones era excelente en todos los
laboratorios (Figura 7). Comparación de CD61 y CD41 etiquetado dio
Por otra parte, aunque se pueden usar diferentes anticuerpos monoclonales,
resultados similares con una de las preparaciones (Figura 8).
cualquier anticuerpo dado debe ser probada para exhibir una suficientemente alta señal
etiquetado CD41 tiende a contar ligeramente inferior a CD61,
de fluorescencia de la población entera de plaquetas (es decir, mayor que la primera
particularmente en los niveles más altos (Figura 8). Los otros fueron
década de registro en comparación con un control de isotipo) para permitir la resolución
omitidos de esta comparación debido a que muchos laboratorios
óptima de todas las plaquetas eventos de ruido y los residuos y los glóbulos rojos (Figura
informaron diferencias en el grado de etiquetado obtenido. Dado que el
2).
transporte de los materiales a los diferentes laboratorios era una
Así, el método satisface los criterios para un método de referencia,
variable incontrolable (tiempo de transporte, la temperatura, y la
especialmente en lo que concuerda bien con el método de fase manual de como se
manipulación), un cierto grado de error entre los laboratorios no es
muestra en los estudios anteriores. 3,4 El método es rápido, sencillo y reproducible y se
sorprendente. 3,4 Análisis de las muestras estabilizadas con una gama
puede configurar fácilmente por cualquier laboratorio con un flujo fluorescente
de recuentos puede proporcionar un medio de asegurar el rendimiento
citómetro. El método debe ser una herramienta valiosa para determinar la exactitud de
del ensayo dentro y entre laboratorios, siempre que la estabilidad a
recuento de plaquetas en la trombocitopenia, pero es útil para la asignación de los
largo plazo de los materiales se puede asegurar.
recuentos de plaquetas precisos para muestras (controles y calibradores) utilizados en
la calibración de analizadores de hematología. Esto debe resultar en una mayor
armonización de la práctica de hematología de laboratorio y mejorar la exactitud de
recuento de plaquetas, en particular en muestras trombocitopénicos. A diferencia de
los analizadores de impedancia, el método claramente no sólo resuelve grandes
Comparación de intralaboratorio resultados de las muestras de pacientes
plaquetas de los glóbulos rojos, pero también discrimina plaquetas de partículas
obtenidos utilizando anti-CD61 o anti-CD41 reveló datos esencialmente idénticas
similares a plaquetas no fluorescentes. 3,4 Ciertas muestras con partículas tales como
excepto en una minoría de muestras (datos no mostrados). Algunos participantes
microcitos y eritrocitos fragmentados también deben ser analizados con cautela, ya
informaron de un pequeño número de discrepancias significativas entre los recuentos
que las puertas pueden requerir un ajuste para realizar análisis óptimo, y la
de plaquetas derivadas utilizando los anticuerpos 2. Aunque los anticuerpos
impedancia RBC recuento pueden ser inexactos.
marcadores al mismo receptor en la superficie de las plaquetas, que reconocen
epítopos únicos. Esto puede explicar los resultados discrepantes en una
© Sociedad Americana de Patólogos Clínicos
Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 457
Harrison et al / PAG latelet do ontaje
En el presente estudio, todos los participantes demostraron que podían
Desde 1 University College de Londres, Londres, Inglaterra; 2 Instituto de Investigación
configurar y ejecutar un método confiable que lleva a cabo muy adecuadamente
de Maine Medical Center, South Portland, ME; 3 Bayer Diagnostics, Tarrytown, NY; 4 Beckman
dentro de sus laboratorios y bien en la comparación entre laboratorios. Este
Coulter, Miami, FL;
5 Sysmex, Kobe, Japón; 6 La Universidad de Loma Linda, Loma Linda, CA;
método, por lo tanto, debe sustituir manual de microscopía de contraste de fase y
7
puede ayudar a mejorar la calibración de analizadores de hematología y la
para el Control y Prevención de Enfermedades, Atlanta, GA.
ABX Diagnostics, Pessac, Francia; 8 Abbott Laboratories, Santa Clara, CA; y 9 Centros
exactitud de recuento de plaquetas en las muestras de trombocitopénicos.
Apoyado en parte por donaciones educacionales de las siguientes
corporaciones: Abbott Diagnostics, Santa Clara, CA; ABX Diagnostics, Pessac,
Francia; Bayer Diagnostics, Tarrytown, NY; Beckman Coulter, Miami, FL; y Sysmex,
Kobe, Japón. Las siguientes empresas proporcionan los anticuerpos monoclonales y /
❚ Apéndice 1 ❚
o materiales de plaquetas estabilizadas utilizadas en el estudio: Beckman Coulter;
Cálculos La coincidencia de corrección Fórmula para derivar
Becton Dickinson Immunocytometry Systems, San Jose, CA; R & D Systems,
la plaquetas (PLT) Ratio / RBC
Minneapolis, MN; y el Reino Unido PNEEC, Sheffield, Inglaterra.
PLT / Relación de RBC = P / (R + C PR)
Donde p es el número observado de eventos de plaquetas; R, el número observado de
eventos RBC; do PR el número observado de eventos / PLT coincidencia RBC; RBC, el
conteo de glóbulos rojos independiente; PAG PLT, cuente el immunoplatelet; do T, los eventos
totales de coincidencia; R T, el número total de glóbulos rojos; PAG T, el número total de
plaquetas; y C RR, el número de eventos de coincidencia RBC / RBC.
Atender las solicitudes de separatas al Dr. Harrison: Hemostasia Research, 98,
Chenies Antigua, University College de Londres, WC1E 6HX.
Agradecimientos: La asistencia técnica de Ellen Benoit, Nancy Bigelow,
Carol Briggs, William Canfield, Jeff Cobb, Gregory Collela, Robin Hagbloom,
Ed Ibáñez, Cecilia Smith, Jane Mitchell, Chiaki Tanaka, Fu-Sheng Wang, y
David Zelmanovic es muy apreciada .
Ratio = P T = P + C PR
Por definición
R T R + C PR + do RR
=
P + C PR
Valor sustitutivo para C RR
R + C PR + ( RC PR + do 2PR) P =
P (P + C PR)
distribuir P
PR + PC PR + RC PR + do 2PR
= P (P + C PR)
término Factor en denominador
(R + C PR) ( P + C PR)
=
PAG
1. Inglaterra JM, Rowan RM, Silos M, et al. Los métodos recomendados para
la determinación visual de los teléfonos blancos y plaquetas. OMS LAB. 1988;
88: 1.
Cancelar término común
(R + C PR)
Cálculo de C RR
PAG T = P + C PR
1
referencias
El número total de plaquetas que se analizaron es igual al número de
plaquetas contados más el número de eventos / PLT coincidencia RBC. 2
2. Brecher G, Schneiderman M, Cronkite EP. La reproducibilidad del
recuento de plaquetas. Am J Clin Pathol.
1953; 23: 15-21.
3. Harrison P, Horton A, Grant D, et al Immunoplatelet conteo: un nuevo procedimiento
de referencia propuesto. Br J Haematol.
2000; 108: 228-235.
4. Davis B, Bigelow NC. conteo immunoplatelet indirecto mediante citometría de flujo como
un método de referencia para la calibración recuento de plaquetas. Lab Haematol. 1999;
R T = R + C PR + do RR
El número total de glóbulos rojos analizados es igual al número de los glóbulos rojos
contados más el número de eventos de coincidencia RBC / PLT, más el número de
eventos de coincidencia RBC / RBC. 3
do RR = ( R T / PAG T) do PR
El número de eventos de coincidencia RBC / RBC es igual a la verdadera relación
de RBCs a las plaquetas veces el número de eventos / PLT coincidencia RBC. 3A C RR
=
do PR ( R + C PR + do RR) / ( P + C PR)
5: 15-21.
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a la fragmentación celular. Clin Lab Haematol.
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7. Dickerhoff R, Von Ruecker A. Recuento de plaquetas por flujo multiparamétrica
citometría usando anticuerpos específicos de plaquetas y partículas de plaquetas
ecuaciones suplente 1 y 2 en la ecuación 3. 3B PC RR + do
PR
do RR = RC PR + do PR2 + do PR do RR
Multiplicar ambos lados por P + C PR.
do RR = ( RC PR + do PR2) / P Resuelve
4
para C RR.
Cálculo del número de plaquetas y porcentaje total coincidencia
Con el cálculo de C RR, Las ecuaciones 1 y 2 pueden utilizarse para calcular P T y
R T y luego para calcular P PLT:
PAG PLT = ( PAG T / R T) RBC% C T = 100 (C PR + do RR) / ( PAG
T+
R T)
458 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459
fluorescentes. Clin Lab Hematol. 1995; 17: 163-172.
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