Coagulación y Medicina de Transfusión / PAG latelet do ontaje Un estudio entre laboratorios de un método de referencia Candidato para el recuento de plaquetas Paul Harrison, PhD, 1 Kenneth A. Ault, MD, 2 Sabrinah Chapman, PhD, 3 Lori Charie, 4 Bruce Davis, MD, 2 Keiji Fujimoto, Meng, 5 Berend Houwen, MD, PhD, 6 Jolanta Kunicka, PhD, 3 Francis Lacombe, PhD, 7 Sam Machin, MD, 1 Robert Raynor, PhD, 4 Luc Van Hove, MD, PhD, 8 y Onno W. van Assendelft, MD, PhD, 9 de la Sociedad Internacional de Hematología Laboratorio Grupo de Trabajo para la cuenta de referencia de plaquetas Palabras clave: Las plaquetas; Contando; Referencia; relación de RBC / plaquetas Resumen Un grupo de trabajo entre laboratorios multinacional exploró las variables El método de referencia actual para el recuento de plaquetas es un contraste de fase recuento cámara del microscopio manual. 1,2 importantes de recuento de referencias de plaquetas y se desarrolló un método Sin embargo, este método presenta una serie de limitaciones importantes con alta de referencia de citometría de flujo candidato basándose en la relación / imprecisión entre operadores en el orden de 10% a 25%. 3,4 Aunque el método se ha plaquetas RBC. Una comparación multicéntrico se realizó para determinar si el utilizado durante muchos años, no sólo es laborioso para la calibración de analizadores de método se reunió los criterios necesarios y era lo suficientemente precisa para hematología, pero también es inadecuado para la evaluación de los recuentos bajos de ser recomendado como un nuevo método de referencia. Cada laboratorio analizó plaquetas y ultra bajas debido a su imprecisión. contadores de impedancia Singlechannel diluciones en serie de las muestras normales, el material estabilizado, y al menos con o sin flujo de centrado no son adecuados, ya sea debido a los efectos de coincidencia 60 muestras de pacientes con una amplia gama de recuentos de plaquetas 1-400 inherentes entre los glóbulos rojos y plaquetas. contadores de impedancia también son propensos a la interferencia de la materia particulada nonplatelet y no pueden resolver adecuadamente eritrocitos pequeños o fragmentos de RBC a partir de plaquetas normales · 10 3 / l (1-400 · 10 9 / L). El análisis agrupado de los diluciones en serie mostró que y los glóbulos rojos de tamaño normal de plaquetas grandes. 5-8 Esto es particularmente los eventos de coincidencia RBC-plaquetas y RBC-RBC se convirtieron relevante debido a la reciente tendencia en la toma de decisiones clínicas para bajar los insignificante en suficientemente altas diluciones (es decir,> 1: 1000). Todos los niveles de recuento de plaquetas para las transfusiones de plaquetas a menos de 20 · 10 3 / l laboratorios demostraron excelente intra-ensayo y la precisión entre laboratorios (20 · aceptable. Dos anticuerpos (CD61 y CD41) se utilizaron para la identificación de las plaquetas e individualmente dieron resultados aceptables, pero en una minoría de las muestras, se observaron diferencias de tinción. por lo tanto, el 10 9 / L). 9 Por lo tanto, para calibrar y determinar qué instrumentos pueden realizar los método óptimo utiliza un procedimiento de doble etiquetado con un factor de recuentos de plaquetas confiables, existe una demanda de un método de recuento de dilución final de 1: 1000. El estudio demostró que este método cumple los referencia fiable que es precisa para toda la gama de los recuentos de plaquetas que se criterios para un recuento de plaquetas de referencia. encuentran clínicamente. Esto no sólo debería resultar en una mejor calibración de los analizadores hematológicos, sino también en última instancia, puede aumentar la precisión del recuento de plaquetas en niveles muy bajos, lo que facilita un nuevo examen y, tal vez, la redefinición de los umbrales de transfusión de plaquetas existentes. 10-15 Un procedimiento de recuento de plaquetas de citometría de flujo se ha defendido como un método de referencia potencial y ha sido objeto de revisión por el Consejo Internacional para la Estandarización en Hematología (ICSH) Panel de Expertos sobre Citometría. 3,4,16-19 El panel ICSH originalmente identificado las variables importantes asociados con este método. Esto, a su vez, permitió a la Sociedad Internacional de Hematología Laboratorio 448 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO (ISLH) Grupo de Trabajo para desarrollar un protocolo de trabajo para un método de Research Institute, Portland; El Hospital William Beaumont, Royal Oak, MI; recuento de referencia candidato y organizar una evaluación de varios laboratorios de y el University College de Londres, Londres, Inglaterra (UCL). este método. El principio del método consiste en etiquetado EDTA, anticoagulada con plaquetas de la sangre entera con un anticuerpo monoclonal antiplaquetario adecuado (isotiocianato de fluoresceína [FITC] o conjugado de otro modo). Después de la dilución óptima, las plaquetas se enumeran a partir de la proporción de muestras de sangre Todas las muestras de sangre fueron anticoagulada con EDTA dipotásico o acontecimientos de plaquetas fluorescentes para el número de glóbulos rojos no tripotásico EDTA y se obtuvieron después de consentimiento informado de marcados. Esto da la relación denominado RBC / plaquetas (PLT), y el recuento de voluntarios adultos sanos o como el material residual de las muestras de pacientes plaquetas se calcula a partir de un recuento de RBC precisa de la muestra. 3,4 Siempre recogidos con fines de análisis clínicos. Todas las muestras se ensayaron dentro de que la muestra de sangre se mezcla bien y que los eventos de coincidencia las 6 horas después de la recogida. (RBC-RBC y RBC-plaquetas) se contabilizan o controlados por, el derivado de plaquetas recuento entonces es independiente de artefactos de pipeteado y de dilución que se sabe que potencialmente influir en otros procedimientos (por ejemplo, recuentos fluorescente bead-based). 3,18 Estudios anteriores han demostrado que a Materiales de consenso Estuvieron proporcionada a todos los laboratorios participantes para pesar de la nueva relación de RBC / PLT concuerda bien con el recuento de fase, el minimizar la variación entre laboratorios: (1) 2 FITClabeled anticuerpos método es mucho más preciso y, por lo tanto, potencialmente deben sustituir el antiplaquetarios: anti-CD61 (clon RUU-PL 7F12, 21 Número de lote 13222, conteo manual como el nuevo método de referencia internacional. 3,4 Becton Dickinson, San Jose, CA) y anti CD41-(P2 clon, 22 Número de lote 26, Beckman Coulter, Hialeah, FL); (2) de albúmina de suero bovino, fracción V (BSA; Sigma, St Louis, MO); (3) filtros Millex-GV, significan tamaño de poro 0,22 m (Millipore Intertech, Bradford, MA); y (4) conserva muestras de sangre El ISLH estableció un grupo de trabajo para el recuento de plaquetas en con diferentes relaciones de RBC / PLT proporcionados por R & D Systems septiembre de 1999, diseñó un protocolo de consenso, y llevó a cabo una (Minneapolis, MN), Beckman Coulter (Miami, FL), y el Reino Unido Plan comparación entre laboratorios con 10 participantes con el objetivo de Nacional de Evaluación de la Calidad Externa (PNEEC; Sheffield, Inglaterra). demostrar que la relación / PLT RBC tiene el potencial de ser recomendado como el nuevo método de referencia. En el presente estudio, se analizaron muestras de sangre fresca de voluntarios adultos sanos y de pacientes. Además, el material estabilizado de 3 fuentes se analizó por todos los Inicial Método Contando Consenso de plaquetas Después de una primera reunión del Grupo de Trabajo ISLH en septiembre de participantes. Los datos fueron recabados por abril de 2000 y presentados en el 1999, un protocolo de consenso fue escrito. Todas las muestras de ensayo se 12º Simposio Internacional ISLH de Innovación Técnica en Laboratorio de obtuvieron a partir de, anticoagulada con EDTA (EDTA dipotásico o tripotásico Hematología (Banff, Alberta). Todos los participantes completaron EDTA) muestras de sangre y se analizaron dentro de las 6 horas de la punción exitosamente el estudio inicial, y después de la presentación y exhaustiva mesa venosa. Las muestras se mantuvieron en la posición vertical en 18 C a 22 C y eran redonda, se generó un protocolo de consenso final modificado. Un estudio entre laboratorios adicional se llevó a cabo para demostrar que este método es no colocado en cualquier tipo de oscilación o dispositivo de mezcla antes del ensayo. Las fiable. Se concluyó que el nuevo método de referencia candidato para el muestras fueron rechazadas si había alguna evidencia de hemólisis o la coagulación. recuento de plaquetas debe convertirse en el recuento de plaquetas derivado de la relación / PLT RBC. El último método se publica en otro artículo de este número de la Diario. 20 Todas las cantidades de sangre, los anticuerpos, y el tampón se dividieron en alícuotas utilizando pipetas de desplazamiento positivo calibrados, y el exterior de la punta de plástico se limpió cuidadosamente con papel de seda de una manera hacia arriba para retirar el exceso de líquido sin perturbar el fluido dentro de la punta de la pipeta. Cinco microlitros de sangre bien mezclado (invertida lentamente al menos 8 veces) se pipetearon en el fondo de un tubo Falcon de poliestireno (Becton Dickinson) como una sola gota de sangre. Materiales y métodos Polipropileno o poliestireno tubos preferiblemente deben ser utilizados a lo largo de procesamiento de muestras, y superficies de vidrio de fricción debe ser evitado. Cinco microlitros de anti-CD61FITC (12,5 g / ml), un anti-glicoproteína Los laboratorios participantes Laboratorios participantes en el estudio fueron los siguientes: anticuerpo monoclonal (Gp) IIIa (clon RUU-PL 7F12), 21 o 5 l de antiCD41-FITC (100 g / ml), un anti-GpIIbalpha anticuerpo monoclonal (clon P2), 22 a Abbott Laboratories, Santa Clara, CA; ABX, Montpellier, Francia; Bayer continuación, se pipeteó inmediatamente en el mismo tubo como una perla Diagnostics, Tarrytown, NY; Beckman Coulter, Miami, FL; Sysmex, separada adyacente a, pero no Kobe, Japón; La Universidad de Loma Linda, Loma Linda, CA; Maine Medical Center © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 449 Harrison et al / PAG latelet do ontaje tocar o mezclado con, la gota de sangre. Entonces 100 l de filtrado (a través de dispersión. Las muestras se aspiraron a un caudal óptimo (de acuerdo con cada 0,22 micras filtros, Millex-GV) solución salina que contiene 0,1% de BSA laboratorio), y se recogieron un mínimo de 2.000 eventos de plaquetas o 50.000 tamponada con fosfato (PBSA; fracción V, Sigma; calentó a temperatura eventos RBC. Los instrumentos utilizados, los ajustes individuales, y los ambiente) se pipeteó inmediatamente en la parte inferior del tubo, y la sangre era procedimientos de calibración y de control se resumen en la Tabla 1. mezclado con anticuerpo y tampón moviendo suavemente la gradilla de tubos. Después de la incubación durante exactamente 15 minutos a temperatura ambiente en la oscuridad, se añadió 890 l de PBSA para dar un volumen final de exactamente 1 ml (equivalente a 1: dilución de sangre 200). Otras diluciones Referencia analizadores de hematología utilizados en el estudio Cada laboratorio participante realiza un recuento de sangre completa finales de 1: 500 a 1: 8000 se hicieron en tubos Falcon separadas mediante la estándar usando una variedad de analizadores comerciales (usando adición de volúmenes apropiados de la solución de sangre diluida a PBSA. La impedancia, o métodos ópticos, inmunológicos), incluyendo el Cell-Dyn 4000 serie de dilución se preparó diluyendo la muestra más concentradas en el (Abbott Laboratories), el Sysmex 9500 o XE-2100 (Sysmex), el Beckman diluyente, y la mezcla se llevó a cabo por al menos 8 inversiones suaves antes de Coulter GEN-S y STKS (Beckman Coulter), y el Sistema ADVIA 120 (Bayer). la aspiración de sangre diluida. Las muestras se mantuvieron en la oscuridad a métodos de calibración y de control individuales fueron los procedimientos temperatura ambiente hasta que se analizaron. análisis de citometría de flujo a estándar utilizados por cada laboratorio. continuación, se realizó en la sangre diluida se mezcló usando flujo calibrado de cada laboratorio citómetro. Análisis de citometría de flujo de datos ratios de RBC / PLT se calcularon a partir trazado de citometría de diagramas de dispersión de tamaño de celda (registro de dispersión hacia adelante) vs granularidad (log dispersión lateral) ❚ Figura 1 ❚ y la fluorescencia (log FL1) vs tamaño de la celda (log Citómetros de flujo utilizado en el estudio adelante dispersión) ❚ Figura 2 ❚ . La Figura 1 muestra claramente la plaqueta (A) y las nubes Se recomienda un flujo fluorescente citómetro con enfoque de RBC (B). Se recomienda el uso de ambos diagramas de dispersión, ya que cada uno hidrodinámico y la capacidad de medición de dispersión hacia adelante, proporcionan pistas visuales al estado de etiquetado de las plaquetas dentro que se dispersión lateral, y la fluorescencia. Cada laboratorio participante utiliza analiza la muestra. análisis del cuadrante y de mapa de bits se muestran en la Figura 2. diferentes citómetros de flujo ❚ tabla 1 ❚ . Estos muestran claramente la resolución de las plaquetas a partir de Discriminadores normalmente se fijan en un valor bajo de avance ❚ tabla 1 ❚ Citómetros de flujo, Configuración de discriminación, y la configuración de PMT para cada laboratorio participante * Laboratorio Abbott Laboratories, Santa Clara, CA Fluir Citómetro de Flujo FACScan Bajo Discriminado Umbral = 52; FS-H = 200 Ajustes PMT FS = log E00, la ganancia = 2,00; SS = 309 de registro, la ganancia = 1,00; Procedimiento de Control de Calidad al día perlas Calibrite: FS, SS, FL1, y FL2 FL1 = 582 de registro, la ganancia = 1,00; FL2 = 630 de registro, la ganancia = 1,00 Bayer Diagnostics, Tarrytown, NY FACScan Beckman Coulter, XL-MCL Bajo; 12 l / min FS = 52 Bajo FS = 1,0 FS = log E00, obtener 2,0; SS = 340 de registro, obtener 1,0; FL1 = 725 de registro, obtener 1,0 FS = 48V, la ganancia = 1,0; SS = 7V, ganancia = 10,0; Miami, Florida FL1 = 838V, la ganancia = 1,0 La Universidad de Loma Linda, FACScan Loma Linda, CA Maine Medical Center FACScan Alto SS = 140 log FS = E00; SS = 270 perlas Calibrite: FS, SS, FL1, FL2 FACStation FACS-Comp 4.1 CV <2,00 Flow-Check perlas (FS, FL1, FL2, y FL3 HPCV <1,5; FL4 <1,7); IMF, Flow-Set Becton Dickinson perlas de 3 colores Iniciar sesión; FL1 = 674 log Bajo FS = 199 Instituto de Investigación, log FS = E00; SS = 304 perlas Calibrite Iniciar sesión; FL1 = 606 log Portland Sysmex, Kobe, Japón citómetro de baja SS = 200 log FS = E00; SS = 392 perlas Calibrite Iniciar sesión; FL1 = 640 log William Beaumont Hospital, Royal Oak, MI Universidad FACScan Alto FS-H = 196 log FS = E00; SS = 314 Flow-Check cuentas; perlas Calibrite Iniciar sesión; FL1 = 591 log XL-MCL Medio FS = 1,0 FS = 200 V, la ganancia = 1,0; Flow-Check cuentas para FS, FL1, FL2, Hospital de Londres, SS = 706V, la ganancia = 2,0; FL3, y FL4 HPCVs <1,6 y MFI Londres, Inglaterra FL1 = 700V, la ganancia = 1,0 comprobar CV, coeficiente de variación; FL1, log fluorescencia a 528 nm; FL2, log fluorescencia a 575 nm; FL3, log fluorescencia a 620 nm; FL4, log fluorescencia a 675 nm; FS, dispersión hacia adelante; FS-H, la altura de dispersión hacia adelante; HPCV, el coeficiente medio de pico de la variación; MFI, intensidad media de fluorescencia; PMT, tubo fotomultiplicador; SS, dispersión lateral; V, el voltaje. * FACScan, perlas Calibrite, FACStation, FACS-Comp 4.1, y FACScalibur, Becton Dickinson, San Jose, CA; Coulter XL-MCL, Flow-Check cuentas y Flow-Set, Beckman Coulter, Miami, FL. 450 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO 1000 el ruido y la suciedad, los glóbulos rojos, y los eventos de coincidencia PLT-RBC. Los recuentos de plaquetas finales se calculan dividiendo el conocido conteo de glóbulos rojos de la misma muestra (determinada mediante el uso de la elección del laboratorio individual de un analizador de hematología automatizado calibrado) por la relación / PLT RBC. Este conteo derivada no tiene en cuenta los eventos de coincidencia. Para el 100 cálculo de un recuento de plaquetas derivada teniendo en cuenta RBC-RBC y la FS Conectarse coincidencia de plaquetas RBC, ver ❚ Apéndice 1 ❚ . Cálculo del número de eventos de coincidencia RBC-RBC requiere alguna explicación. 10 En pocas palabras, un evento de coincidencia en plaquetas RBC significa que una de las plaquetas y un RBC están dentro del volumen de observación en el mismo tiempo. Un evento coincidencia RBC-RBC significa que 2 RBCs están dentro del volumen de observación en el mismo tiempo. Por lo tanto, ya sea para tipo de evento, debe haber 1 al menos 1 RBC en el volumen y 1 otra célula, ya sea una plaqueta o un RBC. La probabilidad de que la otra célula será un RBC es mayor que la probabilidad de que será una de las plaquetas en una cantidad igual a la verdadera relación de RBCs a las plaquetas. Por lo tanto, si se multiplica el número de eventos de plaquetas-RBC por la 0.1 0.1 10 1 100 relación de RBCs a las plaquetas, el número de eventos RBC-RBC que debe haber 1000 SS Log ocurrido se deriva. ❚ Figura 1 ❚ La citometría de flujo diagrama de dispersión (log dispersión lateral [SS] vs log de dispersión hacia adelante [FS]) de todos los eventos detectados (Coulter XLMCL) dentro de una muestra de sangre diluida 1: 1000. La nube de plaquetas se muestra en la Las comparaciones entre laboratorios parte inferior izquierda ( UNA) y se resuelve claramente a partir de la nube de RBC en el lado Cada laboratorio participante realiza diluciones en serie de 5 muestras superior derecho ( SEGUNDO). Para información de propiedad, véase la Tabla 1. normales usando tanto anticuerpos monoclonales para determinar las condiciones de ensayo óptimas en el instrumento UNA 10 4 segundo 4 3 10 4 Plaquetas / Coincidencia RBC RBC Las plaquetas R1 10 3 CD61 FITC CD61 FITC 10 3 10 2 10 2 glóbulos rojos R3 R4 Plaquetas / plaquetas Coincidencia Los R3 ruido 10 1 10 1 Los glóbulos rojos ruido 6 5 10 1 10 2 10 3 10 4 10 1 Dispersión frontal 10 2 10 3 Dispersión frontal ❚ Figura 2 ❚ La citometría de flujo diagrama de dispersión (fluorescencia log a 528 nm [FL1] vs log de dispersión hacia adelante [FS]) de todos los eventos recogidos en la Figura 1. Las plaquetas fluorescentes se resuelven claramente del ruido y los residuos, glóbulos rojos, y los eventos de coincidencia de plaquetas RBC /. UNA, análisis cuadrante. SEGUNDO, análisis de mapa de bits. FITC, isotiocianato de fluoresceína. © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 451 10 4 Harrison et al / PAG latelet do ontaje utilizado en dicho laboratorio. muestras patológicas se evitaron en esta etapa para La comparación con el recuento de plaquetas Manual asegurar la optimización adecuada. Después de determinar la dilución óptima para El anti-CD61, anti-CD41 y anti-CD61 / métodos de marcaje anti-CD41 se minimizar eventos de coincidencia, cada laboratorio se analizaron las muestras de compararon con el método de referencia existente. los recuentos de plaquetas sangre estabilizadas por duplicado usando tanto anticuerpos monoclonales, CD41 Manual se realizaron a través de un método de microscopía de fase estándar. 1,2 Una y CD61. Para minimizar las variables entre laboratorios, las muestras se analizaron dilución 1:20 de toda EDTAanticoagulated sangre se preparó en un diluyente de dentro de los 10 días de recibo, y se registró la fecha de análisis. Para cada oxalato de amonio al 1%. diluciones más bajas se hicieron para los especímenes muestra de ejecución, los datos que se agruparon incluyen la dilución final, el con un recuento de plaquetas inferior a 100 · 10 3 / l (<100 · número total de eventos recogidos, y el número de plaquetas, RBC, y eventos de coincidencia plateletRBC utilizando cuadrante o el análisis de mapa de bits. Todos 10 9 / L). La suspensión se mezcló entonces en un mezclador mecánico durante 10 los datos se envían al Centro Médico de Maine Instituto de Investigación para el a 15 minutos para permitir la lisis completa de todos los glóbulos rojos. A, cámara procesamiento y cálculo de los recuentos de plaquetas datos corregidos. de Neubauer libre de polvo limpio se llenó con la suspensión y se dejó en una cámara húmeda durante 10 a 30 minutos para permitir que las plaquetas se asienten. La preparación entonces se examinó utilizando la 40 · objetivo; las plaquetas aparecieron partículas tan pequeñas pero de refracción. El número total de plaquetas aparecen en 50 cuadrados pequeños en la cámara se contó y fue Dentro del laboratorio Estudios Cada laboratorio realizó su propio estudio de muestras de pacientes. Se recogieron equivalente a la cifra de plaquetas · 10 9 / L. Ambos lados de la cámara se contaron para comprobar la reproducibilidad. La diferencia máxima observada permitido los datos como se ha descrito, pero cada laboratorio procesan sus propios datos. Todos entre las diapositivas fue del 10%; una nueva preparación se contó si la diferencia los centros realizaron un estudio de precisión dentro del ensayo en 5 muestras con una supera el 10%. El recuento final y luego se tomó como el valor medio de las 2 gama de recuentos de plaquetas. Cada muestra se sometió a ensayo 11 veces con tubos cuentas. de dilución separados para calcular el coeficiente dentro del laboratorio de variación (CV) en diferentes niveles de los recuentos de plaquetas. Cada centro también se ensayó un mínimo de 60 muestras de pacientes (20 con recuentos de plaquetas <20 · 10 3 / l [<20 · 10 9 / L], 20 entre 20 y 120 · resultados 10 3 / l [entre 20 y 120 · 10 9 / L], y 20 entre 120 y 400 · 10 3 / l [entre 120 y 400 · 10 9 / L]). Los estudios de dilución Comparación del Método consenso final doble marcaje con los muestra en la ❚ figura 3 ❚ y ❚ Figura 4 ❚ . La gama de los recuentos de plaquetas era procedimientos individuales de etiquetado 140-403 · 10 3 / l (140-403 · 10 9 / L). La Figura 3 muestra los datos para todos los Los datos agrupados de las curvas de dilución para todos los laboratorios se Durante la reunión del Grupo de Trabajo de consenso ISLH (abril laboratorios individuales representa como una función del porcentaje de error vs 2000) se recomendó un procedimiento de recuento final de plaquetas ligeramente dilución. En diluciones bajas (<1: 500), el error de coincidencia era modificado (para más detalles ver ICSH / ISLH 20). El método es idéntico al método extremadamente variable entre los diferentes laboratorios. Esto puede ser causado de consenso inicial descrito con un número de pequeñas diferencias. Estos por las variaciones en citómetro de flujo de caudal y de la geometría en términos de incluyen un factor recomendado dilución final de 1: 1000 (hallazgo consenso, volumen de observación. Cuando todos los datos de dilución se combinan (Figura véase la sección “Resultados”) y el uso de un método de doble etiquetado tanto 4), el error total debido a la coincidencia se redujo constantemente a menos del 5% con anti-CD41 y anti-CD61. El procedimiento de doble etiquetado fue elegido a una dilución de más de 1: 1000, y no parece dilución adicional para disminuir el debido a diferencias sustanciales entre CD41 y los resultados de etiquetado error por debajo del 2%. La velocidad de adquisición recomendada (eventos por CD61 observada en un pequeño número de muestras por algunos de los segundo), que tiene en cuenta la tasa de flujo y dilución, debe ser inferior a 3.000 laboratorios. También se decidió que si se recogieron al menos 1.000 eventos de eventos por segundo. Un problema potencial con altas diluciones es que el tiempo plaquetas y 50.000 eventos de RBC, el ensayo sería estadísticamente válida de análisis aumenta, especialmente en muestras trombocitopénicos en el que el como se muestra anteriormente. 3 Estas condiciones proporcionan un buen número de eventos de plaquetas es relativamente bajo. corrección de coincidencia equilibrio entre la eliminación coincidencia y tiempo de análisis, en particular en usando las fórmulas dadas en el apéndice 1 parece ser útil para corregir los muestras gravemente trombocitopénicos. Un pequeño estudio interlaboratorio se recuentos obtenidos a baja dilución; en suficientemente altas diluciones, sin llevó a cabo por 4 centros de medición al menos 25 muestras con una gama de embargo, el error debido a la coincidencia se vuelve casi insignificante. Además, la recuentos de plaquetas. Todas las muestras se midieron utilizando anti-CD41, corrección de coincidencia puede introducir fuentes adicionales de error y no se antiCD61, y el método de doble etiquetado. Los datos se envían a UCL y recomienda para las diluciones mayores que 1: 1.000 (véase la sección cotejados, y se compararon los 3 métodos de etiquetado. “Discusión”). 452 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO 20 25 18 dieciséis 20 14 94 12 Error% 15 24 Error% 10 10 8 6 49 4 90 94 60 50 2 5 0 <500 De 500 a 999 1000 a 1999 2000 a 2999 3000 a 3999 4000 a 4999 00 1000 2000 3000 4000 5000 6000 7000 8000 9000 Dilución ❚ figura 3 ❚ Porcentaje error coincidencia vs dilución. Todos los datos de laboratorio se muestran y se recogieron mediante análisis de mapa de bits usando tanto anticuerpos 5000 Dilución ❚ Figura 4 ❚ error coincidencia combinada (media ± SD) (número de puntos de datos mostrados en cada punto) vs dilución. El nivel de coincidencia cae a menos de 5% por debajo de una dilución de 1: 1000, pero no sea inferior a 2%. monoclonales (anti-CD41 y anti-CD61). Preparaciones de sangre estabilizadas Once diferente estabilizada preparaciones de sangre con una gama de analizar la muestra). Las normas de sistemas de I + D fueron analizados por sólo 8 de los 9 laboratorios. Varios laboratorios informaron de diferencias en la recuentos de plaquetas se analizaron por 9 laboratorios por cualquiera de mapa de intensidad de marcado entre CD41 y CD61 para las preparaciones de Beckman bits o el análisis de cuadrante usando tanto anticuerpos monoclonales. ❚ Figura 5 ❚ y Coulter (BC). Esto probablemente causó los resultados inconsistentes obtenidos, ❚ Figura 6 ❚ resumir los datos. problemas de lisis se reportaron con la NEQAS Reino especialmente para el material de BC-1. ❚ Figura 7 ❚ y ❚ Figura 8 ❚ mostrar gráficos Unido bajo (UCL-L) material; esto se refleja en el rango de los resultados de correlación entre el cuadrante y el análisis de mapa de bits y entre CD41 y obtenidos (4 laboratorios informaron de lisis y no intentaron CD61 etiquetado. La comparación global 350 400 Media ± SD Lab 1 Lab 1 Lab 350 Lab 2 Lab 3 Lab 4 2 Lab 3 300 Mean Lab Lab 5 Lab 6 Lab 7 Lab 8 Lab 9 4 Lab 5 Lab 6 Lab 300 7 Lab 8 250 Recuento de plaquetas ( × 10 9 / L) Recuento de plaquetas ( × 10 9 / L) Lab 9 250 200 150 100 200 150 100 50 50 0 I + D-1 R y D-2 de I + D-3 I + D-4 I + D-5 BC-1 BC-2 BC-3 UCL-L UCL-M UCL-N Estabilizado material de plaquitas 0 I + D-1 R y D-2 de I + D-3 I + D-4 I + D-5 BC-1 BC-2 BC-3 UCL-L UCL-M UCL-N Estabilizado material de plaquitas ❚ Figura 5 ❚ Resumen de los recuentos de plaquetas de laboratorio (media ± SD, indicado ❚ Figura 6 ❚ Resumen de los recuentos de plaquetas de laboratorio (media ± SD, por guiones centrales y periféricas, respectivamente) obtenida utilizando anti-CD61 con 11 indicado por guiones centrales y periféricas, respectivamente) obtenida utilizando preparaciones de sangre estabilizadas diferentes. R & D Systems estándares (I + D; 1-5), anti-CD41 con 11 preparaciones estabilizadas de sangre. I + D normas de sistemas (I + los estándares de Beckman Coulter (BC; 1-3), y las normas de la University College London D; 1-5), los estándares de Beckman Coulter (BC; 1-3), y las normas de la University (UCL Reino Unido NEQAS-LN). Los valores se dan en unidades internacionales Système; College London UK NEQAS (UCL-LN). Los valores se dan en unidades internacionales unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información de Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información propiedad, véase la Tabla 2. de propiedad, véase la Tabla 2. © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 453 450 450 400 400 350 350 300 300 CD61 ( × 10 9 / L) mapa de bits ( × 10 9 / L) Harrison et al / PAG latelet do ontaje 250 200 250 200 150 150 100 100 50 50 00 00 50 100 150 200 250 300 350 400 450 50 100 cuadrante ( × 10 9 / L) 150 200 250 300 350 400 CD41 ( × 10 9 / L) ❚ Figura 7 ❚ La comparación de todos los recuentos de plaquetas de análisis derivada de ❚ Figura 8 ❚ Comparación de etiquetado anticuerpo CD41 y CD61 en los recuentos de análisis- mapa de bits y de cuadrante en las muestras de sangre estabilizadas obtenidas de plaquetas de todos los laboratorios participantes; sólo las normas de investigación y desarrollo todos los laboratorios participantes (n = 303). y = 0.9983x + 1,228; R 2 = 0,9922. Los valores se de sistemas. y = 1.0537x - 2,1027; R 2 = 0,9891. Los valores se dan en unidades internacionales dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. Para información de multiplicador es 1,0. propiedad, véase la Tabla 2. de cuadrante vs análisis de mapa de bits de las muestras (n = 303) era excelente, difícil trazar la puerta de cuadrante para resolver grandes plaquetas y glóbulos rojos en con sólo 1 laboratorio de informes una diferencia sistemática que se limita a 1 SD. sus áreas correctas. Las 3 muestras con mapa de bits mayores que los valores de cuadrante son el resultado de una mejor asignación de plaquetas. Varios laboratorios expresan una Comparación de único y doble etiquetado Los resultados del procedimiento de doble etiquetado de acuerdo con preferencia para el análisis de mapa de bits de los datos en este estudio particular, ya que a veces era difícil colocar la puerta cuadrante sin solapamiento de los las de CD41 y CD61 tanto solo en 4 laboratorios participantes. Los datos eventos en otros cuadrantes. Para la comparación anticuerpo monoclonal, sólo los agrupados se muestran en la ❚ Figura 9 ❚ ; todos los recuentos de plaquetas se datos de la 5 I + preparaciones D Systems (n = 55) fueron utilizados debido a los resumen en las Figuras 9A a 9C y plaquetas de menos de 100 · 10 3 / l (<100 · 10 problemas observados con los otros 2 materiales. En este subconjunto de datos, el 9/ acuerdo general entre los 2 anticuerpos monoclonales era excelente. Un resumen CD41 y CD61 y CD41 con CD61 y etiquetado dual era excelente, con ningún de la variación entre laboratorios usando CD61, CD41, y el análisis de mapa de bits sesgo ensayo aparente. L) en las Figuras 9D a través de la figura 9F. La correlación global entre se muestra en la ❚ Tabla 2 ❚ . La comparación con el recuento manual de fase Se obtuvieron los CV entre laboratorios similares utilizando ya sea anticuerpo para la I + D, BC-2, BC-3, preparaciones UCL-L, UCL-M, y UCL-N. ❚ Figura 10 ❚ muestra la comparación de CD41, CD61, y CD41 y CD61 etiquetado con el método manual de fase en 1 laboratorio. Aunque las correlaciones globales fueron excelentes, tenga en cuenta el sesgo hacia el método manual, particularmente en los recuentos superiores. Esto pone de Variación dentro del laboratorio Un ejemplo de típicos datos dentro-laboratorio a partir de 1 participante (UCL) se muestra en ❚ Tabla 3 ❚ . En general, el porcentaje CV fue excelente, a menos de 5% relieve el problema con el método manual de fase en este laboratorio. Otros estudios han demostrado previamente que no había aparente sesgo ensayo entre los dos métodos. 3,4 para la mayoría de las muestras, incluyendo muestras gravemente trombocitopénicos. Esto es representativo de los resultados de otros participantes. Comparación Usando muestras de pacientes Comparación de duplicado, mapa de bits, y el cuadrante análisis dio resultados Discusión Los objetivos del presente estudio fueron evaluar un método de referencia para el esencialmente idénticos (datos no mostrados). La mayoría de los laboratorios, sin recuento de plaquetas candidato y determinar su transferibilidad. Los llamados los embargo, expresan una preferencia para el análisis de mapa de bits, ya que, en una recuentos de plaquetas indirectos se pueden derivar de la relación de RBC / PLT minoría de muestras, es a veces obtenido por citometría de flujo 454 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO ❚ Tabla 2 ❚ Comparación entre laboratorios de muestras de sangre estabilizadas Uso de CD61 y CD41 Analizado por mapas de bits * CD41 CD61 Estándar Media CV (%) Dakota del Sur Media CV (%) Dakota del Sur I+D1 6.19 1.44 23.2 6.11 1.87 R+D2 22.73 1.82 8.0 22.99 3.89 R+D3 47.10 6.44 13.7 44.45 7.28 I+D4 87.34 14.20 16.3 84.79 8.94 I+D5 28.84 30.6 16.9 16.4 10.5 10.5 56.3 13.9 10.0 289.96 40.45 13.9 273.75 BC-1 38.82 45.66 117,6 23.39 13.16 BC-2 99.69 14.18 14.2 97.63 13,56 AC-3 183.74 17.91 9.7 173,82 17.30 UCL-L 125.29 65.37 52.2 123.43 88.05 71.3 UCL-M 89.21 23.85 36.7 80.87 18.68 UCL-N 255.49 24.83 9.7 258,62 14.98 23.1 5.8 C., Beckman Coulter, Miami, FL: I + D, R & D Systems, Minneapolis, MN; UCL-LN, las normas de la University College London UK NEQAS. * La media y la SD se dan como · 10 3 / l ( · 10 9 / L). ❚ Tabla 3 ❚ Los coeficientes de variación obtenidos con cinco muestras con una serie de recuentos de plaquetas * Recuento de plaquetas (× 10 9 / L) Impedancia CD61 (Mean) CV (%) Dakota del Sur 1.5 mapa de bits 259 283 4.3 Cuadrante 259 283 4.3 1.5 mapa de bits 97 134 2.7 Cuadrante 97 128 2.9 2.0 2.3 mapa de bits 45 50 3.5 7.0 Cuadrante 45 50 3.6 7.2 mapa de bits 20 22 0.8 Cuadrante 20 22 3.5 4.0 4.1 4.3 0.9 mapa de bits 3 3.4 0.1 Cuadrante 3 3.7 0.2 * Las muestras se analizaron 11 veces cada uno. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. y requerir sólo un conteo de glóbulos rojos precisa realizado en un analizador de muestras. dobletes o tripletes de plaquetas a esta dilución también hematología calibrado para calcular el resultado. Las plaquetas son simplemente serán insignificantes. La velocidad de adquisición recomendada resueltos de RBC o desechos, mediante el etiquetado específico con anticuerpos (eventos por segundo) que tiene en cuenta el caudal y la dilución monoclonales adecuados. 3,4 Después del etiquetado y la dilución óptima de la idealmente debe ser inferior a 3.000 eventos por segundo. muestra, el número de eventos de coincidencia RBC-RBC plaquetas RBC y se Curiosamente, no parece que el error de coincidencia observada en reduce a un nivel que no debe influir en el recuento derivado final. Los datos del este estudio entre laboratorios a caer por debajo del 2% en presente estudio demuestran claramente que un factor de dilución de al menos 1: Se diluciones altas. Este fenómeno será estudiado más y posiblemente necesita 1000 para reducir el error de nivel de coincidencia de límites aceptables se relaciona con complejos de WBC-plaquetas. Por lo tanto, se (Figura 4). Estudios anteriores han sugerido factores de dilución que van desde 1: debe tener precaución si se analizan las muestras con altos 400 a 1: 2000. 3,4,9 recuentos de WBC. muestras proporcionadas se analizan de manera óptima, es decir, a 1: 1.000 y menos de 3.000 eventos por diluciones más altas tienden a dar resultados idénticos pero requieren tiempos de segundo, corrección de coincidencia no es necesario. Sin embargo, análisis más largas, en particular en muestras trombocitopénicos. Esto no representa un problema, pero es posible que los tiempos de análisis muy prolongados pueden dar lugar a un cierto grado de sedimentación celular, lo que obviamente influirá en la relación y alterar el recuento derivada. A una dilución de 1: 1000, tiempos de análisis típicos están bien dentro de los límites de tiempo razonable sin sustancial de sedimentación RBC, incluso en gravemente trombocitopénica La comparación de los datos entre laboratorios obtenidos con las muestras de sangre estabilizadas fue alentador (Figuras 5 y 6). Una de las muestras de sangre estabilizadas a cabo, así, con © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 455 Harrison et al / PAG latelet do ontaje re 500 100 400 80 CD61 ( × 10 9 / L) CD61 ( × 10 9 / L) UNA 300 200 100 60 40 20 00 100 200 300 400 00 500 20 CD41 ( × 10 9 / L) mi 80 100 80 100 80 100 100 80 CD41 / CD61 ( × 10 9 / L) 400 CD61 / CD41 ( × 10 9 / L) 60 CD41 ( × 10 9 / L) segundo 500 300 200 60 40 20 100 00 40 00 100 200 300 400 20 500 40 60 CD61 ( × 10 9 / L) CD61 ( × 10 9 / L) F do 100 500 80 CD41 / CD61 ( × 10 9 / L) CD41 / CD61 ( × 10 9 / L) 400 300 200 100 60 40 20 00 100 200 300 400 CD41 ( × 10 9 / L) 500 00 20 40 60 CD41 ( × 10 9 / L) ❚ Figura 9 ❚ Comparación de los CD41, CD61, y CD41 / CD61 (todos de mapa de bits analizados) recuento de plaquetas. Los datos se obtuvieron a partir de 4 laboratorios participantes. C.A, Las comparaciones en todos los recuentos de plaquetas. DF, Los recuentos de plaquetas <100 · 10 9 / L. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. UNA, y = 0.9911x + 1,3507; R 2 = 0,9912. SEGUNDO, y = 1.0054x - 0,5803; R 2 = 0,9923. DO, y = 1.0009x + 0,1252; R 2 = 0,9923. RE, y = 1.0310x - 0,0034; R 2 = 0,9907. MI, y = 0.9655x + 0,6369; R 2 = 0,9912. F, y = 0.9947x + 0,5546; R 2 = 0,9862. 456 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Conde Immunoplatelet ( × 10 9 / L) Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO 450 minoría de muestras. Por lo tanto, para dar cuenta de la rara posibilidad de que el uso 400 de un único anticuerpo no puede dar una cifra exacta, se acordó que un procedimiento de doble etiquetado debe ser una forma “a prueba de fallos” de 350 asegurar la exactitud del método de conteo; Así, el método de referencia propuesto 300 utiliza una combinación de ambos anticuerpos para el etiquetado. 20 Se realizó un 250 estudio entre laboratorios independiente para garantizar que el procedimiento se ha 200 CD61 CD41 BD BC Igualdad CD41 / CD61 150 lineal (CD41 / CD61) 100 optimizado. Los datos esencialmente demostraron que este método da resultados idénticos a un método de etiquetado único utilizando anticuerpo solo (Figura 9). Estudios previos han demostrado que una variedad de anticuerpos se pueden usar para llevar a cabo el etiquetado de plaquetas, incluyendo anti-GPIB. 4 Se podría 50 argumentar que 2 anticuerpos producidos contra 2 diferentes receptores se deben utilizar (por ejemplo, anti-GPIIb / IIIa y anti-GPIB). Aunque los anticuerpos anti-GPIb 0 0 200 100 300 400 Conde de contraste de fase ( × 10 9 / L) funcionan extremadamente bien, 4,17 problemas con la internalización de este receptor ❚ Figura 10 ❚ Comparación de los CD41, CD61, y CD41 / CD61 etiquetado con el en el sistema canalicular abierto durante la activación de plaquetas han sido método de microscopía de contraste de fase manual 1 laboratorio. y = 0.8704x + reportados con una pérdida sustancial en la intensidad de fluorescencia media de 4,8822; R 2 = 0,9778. BD, Becton Dickinson, San Jose, CA; C., Beckman Coulter, toda la población de plaquetas. 23 El Grupo de Trabajo ISLH llegó a la conclusión de Miami, FL. Los valores se dan en unidades internacionales Système; unidades que los anticuerpos frente a 2 epítopos distintos en el complejo GPIIb / IIIa deben ser convencionales son · 10 3 / l, y el multiplicador es 1,0. adecuados para las siguientes razones: (1) El receptor está regulado en la membrana plasmática durante la activación de plaquetas. (2) El receptor es raramente ausente o disminuido (por ejemplo, casos raros de Glanzmann thrombasthenia que deben ser seleccionados fácilmente hacia fuera). (3) En el raro caso de posibles autoanticuerpos CVs entre 8,0% y 30%, incluso para los recuentos de menos de 10 · bloquea etiquetado, sólo 1 de los 2 epítopos teóricamente será bloqueado. 10 3 / l (<10 · 10 9 / L; Tabla 2). Para los otros 2 preparaciones, había problemas con diferentes grados de estabilidad de la muestra; algunos laboratorios encontraron lisis de glóbulos rojos durante el análisis. A pesar de estos problemas, la correlación general entre mapa de bits y el análisis cuadrante de las preparaciones era excelente en todos los laboratorios (Figura 7). Comparación de CD61 y CD41 etiquetado dio Por otra parte, aunque se pueden usar diferentes anticuerpos monoclonales, resultados similares con una de las preparaciones (Figura 8). cualquier anticuerpo dado debe ser probada para exhibir una suficientemente alta señal etiquetado CD41 tiende a contar ligeramente inferior a CD61, de fluorescencia de la población entera de plaquetas (es decir, mayor que la primera particularmente en los niveles más altos (Figura 8). Los otros fueron década de registro en comparación con un control de isotipo) para permitir la resolución omitidos de esta comparación debido a que muchos laboratorios óptima de todas las plaquetas eventos de ruido y los residuos y los glóbulos rojos (Figura informaron diferencias en el grado de etiquetado obtenido. Dado que el 2). transporte de los materiales a los diferentes laboratorios era una Así, el método satisface los criterios para un método de referencia, variable incontrolable (tiempo de transporte, la temperatura, y la especialmente en lo que concuerda bien con el método de fase manual de como se manipulación), un cierto grado de error entre los laboratorios no es muestra en los estudios anteriores. 3,4 El método es rápido, sencillo y reproducible y se sorprendente. 3,4 Análisis de las muestras estabilizadas con una gama puede configurar fácilmente por cualquier laboratorio con un flujo fluorescente de recuentos puede proporcionar un medio de asegurar el rendimiento citómetro. El método debe ser una herramienta valiosa para determinar la exactitud de del ensayo dentro y entre laboratorios, siempre que la estabilidad a recuento de plaquetas en la trombocitopenia, pero es útil para la asignación de los largo plazo de los materiales se puede asegurar. recuentos de plaquetas precisos para muestras (controles y calibradores) utilizados en la calibración de analizadores de hematología. Esto debe resultar en una mayor armonización de la práctica de hematología de laboratorio y mejorar la exactitud de recuento de plaquetas, en particular en muestras trombocitopénicos. A diferencia de los analizadores de impedancia, el método claramente no sólo resuelve grandes Comparación de intralaboratorio resultados de las muestras de pacientes plaquetas de los glóbulos rojos, pero también discrimina plaquetas de partículas obtenidos utilizando anti-CD61 o anti-CD41 reveló datos esencialmente idénticas similares a plaquetas no fluorescentes. 3,4 Ciertas muestras con partículas tales como excepto en una minoría de muestras (datos no mostrados). Algunos participantes microcitos y eritrocitos fragmentados también deben ser analizados con cautela, ya informaron de un pequeño número de discrepancias significativas entre los recuentos que las puertas pueden requerir un ajuste para realizar análisis óptimo, y la de plaquetas derivadas utilizando los anticuerpos 2. Aunque los anticuerpos impedancia RBC recuento pueden ser inexactos. marcadores al mismo receptor en la superficie de las plaquetas, que reconocen epítopos únicos. Esto puede explicar los resultados discrepantes en una © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 457 Harrison et al / PAG latelet do ontaje En el presente estudio, todos los participantes demostraron que podían Desde 1 University College de Londres, Londres, Inglaterra; 2 Instituto de Investigación configurar y ejecutar un método confiable que lleva a cabo muy adecuadamente de Maine Medical Center, South Portland, ME; 3 Bayer Diagnostics, Tarrytown, NY; 4 Beckman dentro de sus laboratorios y bien en la comparación entre laboratorios. Este Coulter, Miami, FL; 5 Sysmex, Kobe, Japón; 6 La Universidad de Loma Linda, Loma Linda, CA; método, por lo tanto, debe sustituir manual de microscopía de contraste de fase y 7 puede ayudar a mejorar la calibración de analizadores de hematología y la para el Control y Prevención de Enfermedades, Atlanta, GA. ABX Diagnostics, Pessac, Francia; 8 Abbott Laboratories, Santa Clara, CA; y 9 Centros exactitud de recuento de plaquetas en las muestras de trombocitopénicos. Apoyado en parte por donaciones educacionales de las siguientes corporaciones: Abbott Diagnostics, Santa Clara, CA; ABX Diagnostics, Pessac, Francia; Bayer Diagnostics, Tarrytown, NY; Beckman Coulter, Miami, FL; y Sysmex, Kobe, Japón. Las siguientes empresas proporcionan los anticuerpos monoclonales y / ❚ Apéndice 1 ❚ o materiales de plaquetas estabilizadas utilizadas en el estudio: Beckman Coulter; Cálculos La coincidencia de corrección Fórmula para derivar Becton Dickinson Immunocytometry Systems, San Jose, CA; R & D Systems, la plaquetas (PLT) Ratio / RBC Minneapolis, MN; y el Reino Unido PNEEC, Sheffield, Inglaterra. PLT / Relación de RBC = P / (R + C PR) Donde p es el número observado de eventos de plaquetas; R, el número observado de eventos RBC; do PR el número observado de eventos / PLT coincidencia RBC; RBC, el conteo de glóbulos rojos independiente; PAG PLT, cuente el immunoplatelet; do T, los eventos totales de coincidencia; R T, el número total de glóbulos rojos; PAG T, el número total de plaquetas; y C RR, el número de eventos de coincidencia RBC / RBC. Atender las solicitudes de separatas al Dr. Harrison: Hemostasia Research, 98, Chenies Antigua, University College de Londres, WC1E 6HX. Agradecimientos: La asistencia técnica de Ellen Benoit, Nancy Bigelow, Carol Briggs, William Canfield, Jeff Cobb, Gregory Collela, Robin Hagbloom, Ed Ibáñez, Cecilia Smith, Jane Mitchell, Chiaki Tanaka, Fu-Sheng Wang, y David Zelmanovic es muy apreciada . Ratio = P T = P + C PR Por definición R T R + C PR + do RR = P + C PR Valor sustitutivo para C RR R + C PR + ( RC PR + do 2PR) P = P (P + C PR) distribuir P PR + PC PR + RC PR + do 2PR = P (P + C PR) término Factor en denominador (R + C PR) ( P + C PR) = PAG 1. Inglaterra JM, Rowan RM, Silos M, et al. Los métodos recomendados para la determinación visual de los teléfonos blancos y plaquetas. OMS LAB. 1988; 88: 1. Cancelar término común (R + C PR) Cálculo de C RR PAG T = P + C PR 1 referencias El número total de plaquetas que se analizaron es igual al número de plaquetas contados más el número de eventos / PLT coincidencia RBC. 2 2. Brecher G, Schneiderman M, Cronkite EP. La reproducibilidad del recuento de plaquetas. Am J Clin Pathol. 1953; 23: 15-21. 3. Harrison P, Horton A, Grant D, et al Immunoplatelet conteo: un nuevo procedimiento de referencia propuesto. Br J Haematol. 2000; 108: 228-235. 4. Davis B, Bigelow NC. conteo immunoplatelet indirecto mediante citometría de flujo como un método de referencia para la calibración recuento de plaquetas. Lab Haematol. 1999; R T = R + C PR + do RR El número total de glóbulos rojos analizados es igual al número de los glóbulos rojos contados más el número de eventos de coincidencia RBC / PLT, más el número de eventos de coincidencia RBC / RBC. 3 do RR = ( R T / PAG T) do PR El número de eventos de coincidencia RBC / RBC es igual a la verdadera relación de RBCs a las plaquetas veces el número de eventos / PLT coincidencia RBC. 3A C RR = do PR ( R + C PR + do RR) / ( P + C PR) 5: 15-21. 5. Rowan RM. recuento de plaquetas y la evaluación de la función plaquetaria. En: Koepke JA, ed. Hematología Laboratorio práctico. Nueva York, Nueva York: Churchill Livingstone; 1991: 157. 6. Hammerstrom H. recuentos de plaquetas espurias en la leucemia aguda con DIC debido a la fragmentación celular. Clin Lab Haematol. 1992; 14: 239-243. 7. Dickerhoff R, Von Ruecker A. Recuento de plaquetas por flujo multiparamétrica citometría usando anticuerpos específicos de plaquetas y partículas de plaquetas ecuaciones suplente 1 y 2 en la ecuación 3. 3B PC RR + do PR do RR = RC PR + do PR2 + do PR do RR Multiplicar ambos lados por P + C PR. do RR = ( RC PR + do PR2) / P Resuelve 4 para C RR. Cálculo del número de plaquetas y porcentaje total coincidencia Con el cálculo de C RR, Las ecuaciones 1 y 2 pueden utilizarse para calcular P T y R T y luego para calcular P PLT: PAG PLT = ( PAG T / R T) RBC% C T = 100 (C PR + do RR) / ( PAG T+ R T) 458 Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 fluorescentes. Clin Lab Hematol. 1995; 17: 163-172. 8. Springer W, von Ruecker A, Dickerhoff R. Las dificultades en la determinación de los umbrales de transfusión profilácticas de plaquetas en pacientes con leucemia. Sangre. 1998; 92: 2183-2184. 9. Ault KA. recuento de plaquetas: ¿hay margen de mejora? Lab Haematol. 1996; 2: 265-269. 10. Rebulla P, Finazzi G, Marangoni F, et al. El umbral para la transfusión de plaquetas profiláctico en adultos con leucemia mieloide aguda. N Engl J Med. 1997; 337: 1870-1875. 11. Ancliff PJ, Machin SJ. Desencadenar factores para la transfusión de plaquetas profiláctico. Sangre Rev. 1998; 12: 234-238. © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Coagulación y Medicina de Transfusión / O riginal UNA ARTÍCULO 12. Norfolk DR, Ancliffe PJ, Contreras M, et al. Conferencia de Consenso sobre Transfusión 19. Groner W, Mayer K, Chapman E. Un recuento de plaquetas indirecta utilizando un de plaquetas, el Real Colegio de Médicos de Edimburgo, 27-28 de noviembre de 1997. anticuerpo monoclonal específico de plaquetas y citometría de flujo puede producir Sinopsis de los documentos de antecedentes. Br J Haematol. 1998; 101: 609-617. recuentos de plaquetas fiables para evaluar trombocitopenia [resumen]. Sangre. 1994; 84 (Suppl 1): 687a. 13. Gmur J, Burger J, Schanz U, et al. Seguridad de la estricta política de transfusión de 20. Consejo Internacional para la Estandarización en Hematología Panel de Expertos sobre plaquetas profiláctico para pacientes con leucemia aguda. Lanceta. 1991; 338: Citometría y la Sociedad Internacional de Hematología Laboratorio Grupo de Trabajo 1223-1226. en el recuento de plaquetas. recuento de plaquetas por el método de la relación / 14. Murphy WG. transfusión profiláctica de plaquetas en aguda [carta] plaquetas RBC: un método de referencia. Am J Clin Pathol. 2001; 115: 460-464. leucemia. Lanceta. 1992; 339: 120-121. 15. Kickler TS, Rothe M, Blosser L, et al. Mejora de la terapia de transfusión de plaquetas utilizando el método ImmunoPLT en el CELL-DYN 4000. Lab Haematol. 1998; 4: 80-87. 16. Ault KA, Mitchell J, Knowles C, et al. Implementación de la plaqueta inmunológica contar con un analizador de hematología, el Abad CELL-DYN 4000. Lab Haematol. 1997; 3: 125-128. 17. Tanaka C, Isii T, Fujimoto K. Flow enumeración de plaquetas de citometría de utilización de CD42a anticuerpo monoclonal. Clin Lab Haematol. 1996; 118: 265-269. 18. Matzdorff AC, Kuhnel G, Kemkes-Matthes B, et al. La evaluación cuantitativa de las plaquetas, micropartículas de plaquetas y agregados de plaquetas. J Lab Clin 21. Wong DA, Springer TA. CD61 (B3) informe clúster. En: Schlossman SF, Boumsell L, Gilks W, et al, eds. Leukocyte Typing V: célula blanca Antígenos de Diferenciación. Oxford, Inglaterra: Oxford University Press; 1995: 1664-65. 22. Koksch M, Rothe G, Kiefel V, et al. la transferencia de energía por resonancia de fluorescencia como un nuevo método para la caracterización específico de epítopo de anticuerpos anti-plaquetas. Immunol Methods J. 1995; 187: 53-67. 23. Michelson AD, Ellis PA, Barnard MR, et al. Regulación a la baja de la glicoproteína de superficie de las plaquetas complejo Ib-IX en la sangre entera estimulada por trombina, difosfato de adenosina, o una herida in vivo. Sangre. 1991; 77: 770-779. Med. 1998; 131: 507-517. © Sociedad Americana de Patólogos Clínicos Am J Clin Pathol 2001; 115: 448-459 459